UNIVERSIDAD COMPLUTENSE DE MADRID 
 
 

FACULTAD DE VETERINARIA  
DEPARTAMENTO DE SANIDAD ANIMAL 

 
 
 

  
 

TESIS DOCTORAL  
 

DETECCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE 
AISLADOS DE Escherichia coli DE ORIGEN 

CLÍNICO Y FECAL EN GALLINAS 
PONEDORAS 

 
MEMORIA PARA OPTAR AL GRADO DE DOCTOR 

 
PRESENTADA POR 

 
Magdalena Gibert Perelló 

 
Bajo la dirección de los doctores: 

 
Víctor Briones Dieste, Sonia Téllez Peña y Lucas Domínguez Rodríguez 

 
Madrid, 2010 

 
 
 
ISBN: 978-84-693-2382-3 
 
 





UNIVERSIDAD COMPLUTENSE DE MADRID 

 

FACULTAD DE VETERINARIA 

DEPARTAMENTO DE SANIDAD ANIMAL 

 
 

 

 

 

 

 

TESIS DOCTORAL 

 

DETECCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE AISLADOS DE 

Escherichia coli DE ORIGEN CLÍNICO Y FECAL EN 

GALLINAS PONEDORAS 

 

 

Dña. Magdalena Gibert Perelló 

2009 



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
D. Víctor Briones Dieste, Profesor Titular del Departamento de Sanidad Animal 
de la Facultad de Veterinaria de la Universidad Complutense,  Dña. Sonia Téllez 
Peña, Profesor Visitante del Departamento de Sanidad Animal de la Facultad de 
Veterinaria de la Universidad Complutense, y D. Lucas Domínguez Rodríguez, 
Catedrático de Sanidad Animal de la Universidad Complutense  
 
CERTIFICAN: 
 
Que la tesis doctoral que lleva por título “Detección y caracterización de 
aislados de Escherichia coli de origen clínico y fecal en gallinas ponedoras” ha 
sido realizada por la licenciada en Veterinaria Dña. Magdalena Gibert Perelló en 
el Departamento de Sanidad Animal de la Facultad de Veterinaria de la 
Universidad Complutense bajo nuestra dirección, y estimamos que reúne los 
requisitos exigidos para optar al título de Doctor por la Universidad 
Complutense. 
 
Y para que así conste, a efectos legales, firman y sellan el presente certificado en 
Madrid, a 14 de mayo de 2009. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fdo. V. Briones                         Fdo. S. Téllez                                 Fdo. L. Domínguez 
 



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Queda prohibido no sonreir a los problemas, 

no luchar por lo que quieres,  

abandonarlo todo por miedo,  

no convertir en realidad tus sueños. 

 

Queda prohibido no buscar la felicidad,  

no vivir tu vida con una actitud positiva,  

no pensar en que podemos ser mejores,  

sentir que sin ti este mundo sería igual. 

 

 

Pablo Neruda 

 

 



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

A MIS PADRES





 

 

“Todo sucede por algo, lo importante es tener paciencia y saber esperar”. Parece 

mentira como todo tiene un inicio y un fin, y la tesis no podía ser menos. 

Durante todos estos años ha habido momentos buenos y malos, fáciles y difíciles 

en los que no veía claro el final, y ahora que ha llegado, me emociono al poder dar las 

gracias de corazón a todas aquellas personas que han compartido conmigo estos cinco 

años de mi vida, que de un modo u otro me han aconsejado, ayudado, apoyado o 

simplemente acompañado para poder terminar lo que un día empecé. Hoy es un día 

realmente especial para mí. 

Las primeras líneas de este capítulo se las dedico a lo más importante de mi vida, 

mi familia. Papá Gibert y Mamá Perelló, a vosotros os dedico esta Tesis, vosotros mejor 

que nadie sabéis lo que me ha costado llegar hasta aquí. Gracias por vuestro amor, 

apoyo y comprensión incondicional, día a día, pase lo que pase. Sois el mejor ejemplo a 

seguir, mi modelo de vida y de familia, soy lo que soy gracias a vosotros.  

A mis hermanas, Marga y Loreto, que os quiero con locura. Sois las mejores 

hermanas del mundo, gracias por estar a mi lado siempre. Seguid los principios que nos 

han enseñado, es realmente satisfactorio. Lo que más me gusta del mundo es reírme con 

vosotras. Mil besos.  

Javi, mi nueva familia. Gracias por el amor que me das, por elegirme y cuidarme, 

por estar a mi lado y formar parte de la que deseo sea toda mi vida. Por transmitirme la 

calma que necesito y por regalarme el equilibrio que deseo. Gracias por ser tú en todo 

momento. Te quiero. 

Y por supuesto a mi perra Pepa, que ha pasado mil y una horas a mi lado. 

Durmiendo o jugando, en el fondo ha sido una de las mejores compañías. Gracias 

cuquis! Ah! y a los pájaros piñoneros. 

Tras este capítulo familiar, me gustaría dar las gracias a la Universidad 

Complutense por concederme la oportunidad de realizar esta Tesis Doctoral. A mis 

directores: Lucas Domínguez, Víctor Briones y Sonia Téllez, gracias por vuestra ayuda, 

habéis formado parte de mi vida durante estos años, cada uno a vuestra manera, 

aportando lo necesario para seguir adelante. 



 
 

 
 

 

Lucas, me concediste la oportunidad de formar parte de tu equipo y de poder 

llevar a cabo esta Tesis, que en realidad era de Micoplasmosis en gallinas ponedoras y 

decidiste cambiar de un modo muy acertado. Gracias por tu ayuda y apoyo 

incondicional, por los ánimos en las cuestas arriba y demostrar día a día que eres el 

motor del laboratorio, por introducirme en el mundo de la avicultura y ayudarme a 

evolucionar como profesional. Espero que la colaboración continúe en esta nueva etapa 

que empieza. 

Víctor, gracias de corazón por tu dedicación y atención en todo momento, 

siempre has estado a mi lado ayudándome a dar la mejor de las visiones a este trabajo. 

Tu opinión crítica y consejos han sido fundamentales para poder alcanzar esta meta, 

muchas gracias.  

Sonia, mi Soni, que puedo decirte en un papel que no te haya dicho ya, hemos 

compartido tantas cosas que es muy difícil empezar a enumerarlas. Gracias por estar a 

mi lado, en todo y para todo.  

Que sería de esta Tesis sin nombrar al “Decan”, Joaquín Goyache. Mi profesor en 

las prácticas de Microbiología de 2º, al que sacábamos los colores en cada clase, los 

carteles con mensajes por la ventana de enfrente de su antiguo despacho, mi tutor 

interno, pero sobre todo mi amigo. Gracias de corazón por haber estado a mi lado 

siempre, por tu comprensión y ayuda, por alegrarte de mis logros y sobre todo por 

nuestra amistad.  

Gracias también a Anabel, José Garayzabal y Ana Mateos por vuestro apoyo e 

interés constante. Dentro de VISAVET he tenido la suerte de contar con compañeros 

envidiables y de haber encontrado amigos de los de verdad, de toda la vida. Gracias a 

todos!!! Me llevo el mejor recuerdo del mundo. 

No podría empezar este pequeño repaso visavetiano sin nombrar a dos de las 

personas más importantes de esta etapa, Nerea y Jose Luís “el grupo de la Moñoño”, es 

imposible describir lo que hemos vividos los tres juntos, hemos formado un buen 

equipo. 

Nere, no te imaginas cuantos momentos guardo en mi memoria, son incontables! 

Gracias por haberte conocido, por ser la mejor compañera de trabajo y amiga que se 

puede tener, sin ti no hubiera sido fácil terminar. Por nuestras vidas paralelas, por todas 



 
 

 
 

 

nuestras conversaciones, canciones y bailes y por ser Piscis. Eres una persona básica y 

fundamental en mi vida.  

Pepelu, llevamos doce años de amistad y no dejas de sorprenderme, eres una de 

las personas más auténticas que conozco. Gracias por ser tan positivo y trasmitir tanta 

felicidad, siempre “palante”, echo de menos tus canciones y gritos, nuestras 

conversaciones y los sustos metido en la caja de cartón. Soy afortunada por haberte 

conocido, gracias. 

Ahora te toca a ti, Pilar Liébana, mi primera jefa!! La mejor!! Quiero agradecerte 

de corazón todo lo que me has enseñado, tu dedicación y empeño. Macetillas, me 

enorgullece ser de las pocas personas con las que no has discutido en el laboratorio, 

gracias por los buenos momentos. Laurita de las Heras, imprescindible para reír, 

marujear y para levantar el ánimo. Goser, cuantos momentos piscineros y aperitocheros, 

eh? pocos han visto lo que tú, gracias por todo. Julio, el gabinete psicológico, gracias por 

las fuerzas trasmitidas y por las largas conversaciones que teníamos.  

A los que como yo, han volado del nido: Gema, por tu fortaleza y por esos viajes 

gallineros. Cebo, por ser un tío serio de los de verdad, gracias por tu compañía. Delia, 

Kike, Cristina, Fidel, Ruth, gracias por los buenos momentos compartidos. A las chicas 

ICM: Almudena, gracias por tu ayuda molecular; Ester, Bea Tames y Fátima aunque la 

estancia fue corta, yo creo que aprovechamos muy bien el tiempo. Bioseguridad al 

completo: Laura D., Laura C. y David, gracias por vuestra amistad y por los litros de BHI 

que hemos compartido. A las chicas “VE”: Concha, María, Isa, Carol, Mª Carmen, Tiru y 

la mejor de las ayudas con los cerditos, Fany!!  

A Marta oveja Alcarreña de Azuqueca, gracias por ser mi “hija” durante un 

tiempo y por transmitir tantas ganas y entusiasmo. Marga, la mejor secretaria del mundo 

con más fotos del recuerdo. Bea Romero, eres una persona excelente, te deseo toda la 

suerte del mundo. Sabrina y Elena, gracias por vuestro ánimo, el apoyo es mutuo. Y a 

todos los micobacterios, gracias por vuestra compañía durante estos años. A Lucía de 

Juan (enhorabuena, mamá) y Alicia Aranaz  por vuestro interés constante, siempre 

animándome a seguir adelante. 

Me gustaría transmitir mi agradecimiento a toda la gente del departamento de 

Sanidad Animal que me han ofrecido su ayuda y compañía: Mar Blanco, Alicia Gibello, 

Miguel Ángel Moreno, Santa y Toño por toda su ayuda, Alvarito, Jose Antonio, Bruno, 



 
 

 
 

 

etc. Gracias a todos! También a Manolo Pizarro por su gran ayuda y criterio en patología 

avícola. 

Agradecer a la Dra. Lisa K. Nolan del Departamento de Microbiología Veterinaria  

y Medicina Preventiva, Iowa State University, (USA), su ayuda y esfuerzo a la hora de 

remitirnos las cepas de Referencia para poner a punto las técnicas de PCR utilizadas en 

este estudio. 

Llega el turno del mundo gallinero propiamente dicho, Cantos Blancos ahora 

Huevos Guillén, donde he aprendido todo lo que sé de la producción avícola, gracias 

Xabi por darme esta oportunidad. Un recuerdo especial para Pedro Luís, Ximo y 

Joaquín, Guillén todos ellos, y Andrés Colmenar, me llevo un gran recuerdo de vosotros. 

Millones de gracias a mis compañeros veterinarios: Elías, sólo tengo palabras de 

agradecimiento para ti, gracias por tu alegría y sinceridad, me ha encantado conocerte y 

aprender a tu lado, contigo la risa está asegurada. Nunca olvidaré nuestras largas 

conversaciones; Mario, una gran persona, gracias por tu serenidad y templanza, trabajar 

contigo ha sido un auténtico placer; Carrasquer, a pesar de llevar un orden desordenado, 

eres el auténtico “friki gallinero”. Gracias por nuestras charlas eternas sobre vacunas, 

patología, etc. eres una máquina y llegarás muy lejos.  

Y como no, gracias al CORRILLO, el motor de Cantos Blancos, la alegría de 

Alovera: Pichón, gracias por tu sabiduría, tus piropos y por todas esas palabrejas que me 

has enseñado; “Bambino” y Juan Carlos, gracias por TODA la ayuda incondicional 

ofrecida y por lo que me habéis enseñado, sois personas únicas; Martita, eres una 

dulzura, te mereces ser muy feliz, ya verás como todo sale bien; Yolanda, la alegría en 

estado puro, gracias por todos los momentos inolvidables; Almu, la más sentimental, 

vales un montón; Ana, la visión más real de la vida, eres todoterreno. Gracias a todos de 

corazón por los momentos que me habéis hecho vivir a vuestro lado y por vuestra 

preocupación contínua, sin vosotros mi estancia en Guadalajara hubiera sido mucho más 

difícil.  Lo más importante es la amistad que me llevo, nunca os olvidaré. A mi también 

me ha dado mucha pena irme, mucha. 

También quiero dedicar este momento a personas como Julian Mancheño y Luís 

Oliveira, Antonio Valle, Francisco y Tere, gracias de corazón por lo que me habéis 

ofrecido y enseñado. A Felipe de la Mondejana (el más currante del mundo), Paco, 

Mauri, Ursula, Carmen, Mª Angeles, Pedro, José Manuel, María, Rafa, Bárbara, Loli, 



 
 

 
 

 

Maite, Maribel, Santi Grande, Mª Mar, Azucena y Marisa, los Mondejanos, Paco 

Transmoral, Eugenio Parralero, José Luis Gaspar, y todos los demás, trabajar con 

vosotros ha sido un auténtico placer. A personas como Jesús Morales (Ceva), Joaquín 

Girón (Intervet), María Tristán (Intervet) y Julián Pantoja, por vuestro interés y ayuda 

incondicional, y por alegraros de mis logros. Estaremos en contacto, seguro.  

Mi más sincero agradecimiento al grupo Merial (Enrique, Naranjo, Ernest y 

Javier) por todas las facilidades que me habéis dado, por vuestra amabilidad y por 

recibirme con los brazos abiertos en esta nueva etapa profesional. Gracias de corazón. 

Un trocito de esta tesis pertenece a dos de las personas más especiales que 

conozco, Jose y Noe. Que puedo decir de vosotros que no os haya dicho ya, sois el mejor 

apoyo que he podido tener, en todos los aspectos de mi vida. Gracias por estar a mi lado 

siempre y por darme el mejor consejo, que podamos seguir celebrando como hasta ahora 

nuestros triunfos. Noe y David, el mejor diseño gráfico que podía imaginar, gracias!!!  

A dos grandísimas amigas y compañeras de promoción, María y Tania, gracias 

por estar a mi lado siempre y por buscar un ratito para quedar. Ruth, Saru, Eva, Neli, 

gracias por todos los grandes momentos que nos hemos dedicado.  

A Rafita, por preocuparte por mí siempre, aunque pase el tiempo sé que estás ahí, 

eso es lo importante. 

A mi pequeña familia mallorquina, tan lejos pero tan presente. Un beso especial a 

la familia de Felanitx, después de la tormenta siempre viene la calma, ánimo y fuerzas 

para seguir adelante. A la tía Juana, que tanto nos quiere, a los tíos y primos de Alaró y a 

Cati - Caba, mil gracias por vuestra amistad infinita y disposición absoluta.   

Y para finalizar, dedico esta tesis también a un grupo de personitas que nos dejó 

hace mucho tiempo, mis abuelos y bisabuela. Ramón y Margarita, José y Magdalena, me 

entristece mucho no haber podido disfrutar de vosotros, pero gracias por haberme dado 

unos padres que me han hecho ser como soy, estaríais orgullosos de ellos.  Hoy es uno 

de esos días que me hubiera encantado vivir a vuestro lado y estoy segura que desde 

donde estéis me miráis, cuidáis y sois felices por lo que voy logrando. Os quiero.  

Gracias de corazón a todos los que involuntariamente he olvidado citar y que en 

mayor o menor medida me han acompañado durante la realización de esta Tesis 

Doctoral. GRACIAS!! 



 
 

 
 

 



ÍNDICE 
 

 

I 
 

1. INTRODUCCIÓN 1 

1.1.  IMPORTANCIA DE LA AVICULTURA DE PUESTA 3 

1.1.1. Situación actual en España 3 

1.1.2. Importancia de las enfermedades en avicultura de puesta 3 

1.1.2.1. Principales enfermedades infecciosas en avicultura de puesta 4 

1.1.2.1.1. Enfermedad Respiratoria Crónica (ERC) 5 

1.1.2.1.2. Coriza Infecciosa 6 

1.1.2.1.3. Enfermedad de Newcastle 7 

1.1.2.1.4. Bronquitis Infecciosa 9 

1.1.2.1.5. Laringotraqueítis Infecciosa 10 

1.1.2.1.6. Influenza aviar 11 

1.1.2.1.7. Neumovirus aviar 13 

1.1.2.1.8. Leucosis Linfoide 14 

1.1.2.1.9. Enfermedad de Marek 14 

1.1.2.1.10.  Viruela aviar 15 

1.1.2.1.11.  Encefalomielitis aviar 16 

1.1.2.1.12.  Enfermedad de Gumboro 17 

1.1.2.1.13.  Anemia infecciosa 19 

1.1.2.1.14.  Salmonelosis aviar 20 

1.1.2.1.15.  Cólera aviar 22 

1.1.3. Colibacilosis: consideraciones generales I3 

1.1.3.1. Importancia de la colibacilosis 23 

1.1.3.1.1. E. coli enteropatogénico (ECEP)  24 

1.1.3.1.2. E. coli enterotoxigénico (ECET) 26 

1.1.3.1.3. E. coli enteroinvasivo (ECEI) 27 

1.1.3.1.4. E. coli enteroagregativo (ECEA) 27 

1.1.3.1.5. E. coli verotoxigénico (ECVT) 28 

1.1.3.1.5.1.  E. coli como agente zoonósico: importancia de los animales como 

reservorio de ECVT 

28 



ÍNDICE  
 

 

 
II 

 

 
1.1.3.2. Colibacilosis aviar 31 

1.1.3.2.1. Antecedentes y estado actual 31 

1.1.3.2.2. Epidemiología de la colibacilosis 32 

1.1.3.2.3. Sintomatología y lesiones 35 

1.1.3.2.4. Diagnóstico: sistemas de identificación y caracterización de aislados de E. coli 39 

1.1.3.2.5. Medidas preventivas y tratamiento 47 

1.1.3.2.6. Mecanismos patogénicos: principales factores de virulencia en los aislados de 

E. coli aviares 

50 

1.1.3.2.6.1. Factores implicados en la capacidad adhesiva. 52 

1.1.3.2.6.2. Factores implicados es los sistemas de captación y liberación de hierro 53 

1.1.3.2.6.3. Factores implicados en la supervivencia aumentada en el suero 54 

1.1.3.2.6.4. Producción de colicinas  55 

1.1.3.2.6.5. Actividad hemaglutinante termosensible  55 

  

2. OBJETIVOS 57 

  

3. MATERIAL Y MÉTODOS 61 

3.1.  PROTOCOLO DE AISLAMIENTO 63 

3.1.1. Muestras estudiadas 63 

3.1.1.1. Condiciones de muestreo 63 

3.1.1.2. Toma de muestras 65 

3.1.1.3. Muestras procesadas 67 

3.1.2. Procesamiento de las muestras 68 

3.1.2.1. Muestras clínicas 68 

3.1.2.2. Muestras fecales 70 

3.1.2.3. Criterios para la selección de colonias 71 

3.1.2.4. Conservación de los aislados obtenidos 72 

3.2. IDENTIFICACIÓN DE LOS AISLADOS 73 

3.2.1. Identificación bioquímica 73 



ÍNDICE  
 

 

 
III 

 

 
3.2.2. Determinación del antígeno somático 74 

3.2.2.1. Materiales 74 

3.2.2.2. Procedimiento para la realización de la aglutinación en microplaca 76 

3.3. DETECCIÓN DE FACTORES DE VIRULENCIA 77 

3.3.1. Extracción del ADN cromosómico 78 

3.3.2. Elección de los oligonucleótidos 78 

3.3.3. Reacción de PCR 80 

3.4. CARACTERIZACIÓN MEDIANTE ELECTROFORESIS DE CAMPO PULSADO (PFGE) 83 

3.4.1. Principio de la técnica 83 

3.4.2. Materiales 84 

3.4.3. Preparación de los bloques 85 

3.4.4. Lisis bacteriana 86 

3.4.5. Restricción enzimática para E. coli 87 

3.4.6. Separación de los fragmentos de ADN: condiciones para la electroforesis 88 

3.4.7. Interpretación de los resultados de PFGE: análisis informático y estadístico 90 

3.5. DETERMINACIÓN DEL PERFIL DE RESISTENCIA A ANTIMICROBIANOS  90 

3.6. ANÁLISIS INFORMÁTICO Y ESTADÍSTICO 92 

  

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 93 

4.1.  AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN 95 

4.1.1. Aislamiento e identificación de E. coli  a partir de muestras clínicas 95 

4.1.2. Aislamiento  e identificación de E. coli a partir de muestras fecales 99 

4.2. ANÁLISIS DE LA DETECCIÓN DE FACTORES DE VIRULENCIA: PATOTIPOS 99 

4.2.1. Muestras de origen clínico 99 

4.2.1.1. Análisis de los factores de virulencia estudiados 102 

4.2.1.2. Cuantificación de la detección de factores de virulencia 106 

4.2.1.3. Correlaciones entre los factores de virulencia detectados 108 

4.2.2. Muestras de origen fecal 110 



ÍNDICE  
 

 

 
IV 

 

 
4.2.2.1. Análisis de los factores de virulencia estudiados 111 

4.2.2.2. Cuantificación de la detección de factores de virulencia 114 

4.2.2.3. Correlaciones entre los factores de virulencia detectados 116 

4.2.3. Comparación entre la detección de factores de virulencia en aislados clínicos y fecales 117 

4.3. DETERMINACIÓN DEL ANTÍGENO SOMÁTICO: SEROGRUPOS 119 

4.3.1. Correlación entre el serogrupo y los factores de virulencia detectados en los aislados 

clínicos 

122 

4.4. CARACTERIZACIÓN MEDIANTE ELECTROFORESIS DE CAMPO PULSADO (PFGE): 

PULSOTIPOS 

126 

4.4.1. Estudio mediante Pulsed field gel electrophoresis (PFGE) de los  aislados  clínicos 126 

4.4.1.1. Asociación entre los perfiles de restricción obtenidos con el serogrupo y el patotipo 129 

4.4.2. Estudio mediante Pulsed field gel electrophoresis (PFGE) de los  aislados fecales 133 

4.4.3. Estudio de los brotes de colibacilosis mediante las técnicas de PCR, serotipado y PFGE 135 

4.5. DETERMINACIÓN DEL PERFIL DE RESISTENCIA A ANTIMICROBIANOS 139 

  

5. CONCLUSIONES 141 

  

6. RESUMEN 147 

  

7. SUMMARY 151 

  

8. BIBLIOGRAFÍA 155 



ÍNDICE DE TABLAS  
 

 

V 
 

  

Tabla 1 Factores predisponentes para el desarrollo de una infección por E. coli 33 

Tabla 2 Principales grupos de genes de virulencia en APEC 51 

Tabla 3 Relación del número de muestras clínicas analizadas 67 

Tabla 4 Relación del número de muestras fecales analizadas 68 

Tabla 5 Relación de sueros utilizados en la determinación del antígeno somático 75 

Tabla 6 Oligonucleótidos empleados en la PCR múltiple 79 

Tabla 7 Oligonucleótidos empleados en la determinación del factor fimC por PCR 79 

Tabla 8 Oligonucleótidos empleados en la determinación del factor fyuA por PCR 79 

Tabla 9 Relación de cepas de E. coli empleadas como control positivo 80 

Tabla 10 Relación de tampones utilizados en la electroforesis de campo pulsado 84 

Tabla 11 Composición de la mezcla o mix para la predigestión enzimática 87 

Tabla 12 Composición de la mezcla o mix para la realización de la digestión enzimática 88 

Tabla 13 Parámetros de electroforesis para la enzima XbaI 89 

Tabla 14 Características del antimicrobiano estudiado in vitro 91 

Tabla 15 Distribución de los aislados de E. coli según los órganos y lesiones procesadas 95 

Tabla 16 Representación de los patotipos obtenidos y el número de aislados clínicos  

de E. coli incluídos en cada uno de ellos 

100 

Tabla 17 Porcentaje de detección de cada factor de virulencia en aislados de origen clínico 102 

Tabla 18 Distribución de los aislados clínicos de E. coli  según el número de factores detectados 107 

Tabla 19 Distribución de los aislados clínicos de E. coli según las combinaciones de  

factores obtenidas 

109 

Tabla 20 Representación de los patotipos obtenidos y el número de aislados fecales 

 de E. coli incluídos en cada uno de ellos 

111 

Tabla 21 Porcentaje de detección de cada factor de virulencia en aislados de origen fecal 112 

Tabla 22 Distribución de los aislados fecales de E. coli  según el número de factores detectados       116 

Tabla 23 Distribución de aislados fecales de E. coli  según las combinaciones de factores obtenidas 117 

Tabla 24 Comparación estadística entre los porcentajes de detección de cada factor de  

virulencia  dependiendo de su origen (fecal o clínico) 

118 

Tabla 25 Distribución de los aislados clínicos de E. coli según los serogrupos obtenidos 120 



ÍNDICE DE TABLAS  
 

 

VI 
 

Tabla 26 Correlación entre serogrupos y patotipos en los aislados clínicos de E. coli 123 

Tabla 27 Resultados obtenidos mediante PFGE en aislados clínicos 126 

Tabla 28 Distribución de los aislados clínicos en función de los pulsotipos y serogrupos obtenidos 130 

Tabla 29 Distribución de los aislados clínicos en función de los pulsotipos y patotipos obtenidos 132 

Tabla 30 Resultados obtenidos mediante PFGE en aislados fecales 133 

Tabla 31 Detalle de las características de los brotes de colibacilosis estudiados (I) 136 

Tabla 32 Detalle de las características de los brotes de colibacilosis estudiados (II) 137 

Tabla 33 Detalle de las características de los brotes de colibacilosis estudiados (III) 138 

   

   

   

   

   

   

   

   

   

   

   

   

   

   

   

   

   

   



ÍNDICE DE TABLAS 
 

 

VII 
 

Figura 1 Distribución del censo de gallinas ponedoras en España  3 

Figura 2 Esquema de los mecanismos que dan lugar a la lesión de adhesión y borrado 25 

Figura 3 Perihepatitis y pericarditis fibrinosa por E. coli 36 

Figura 4 Peritonitis fibrinosa debida a una infección por E. coli 36 

Figura 5 Inflamación y congestión hemorrágica del ovario y oviducto por E. coli 37 

Figura 6 Salpingitis y peritonitis fibrinosa en gallina ponedora por E. coli 38 

Figura 7 Galería multisustrato para la identificación bioquímica de E. coli 41 

Figura 8 Principales antígenos de superficie (O, K, H y F) en E. coli 44 

Figura 9 Prueba de sensibilidad bacteriana mediante el método de difusión en ágar 46 

Figura 10 Cuestionario utilizado en la recogida de muestras 64 

Figura 11 Protocolo de aislamiento microbiológico de E. coli a partir de las muestras analizadas 69 

Figura 12 Morfología de colonias lactosa positivas en medio sólido Ágar McConkey 72 

Figura 13 Microplaca utilizada en la determinación del antígeno somático 76 

Figura 14 Representación de la distribución de los aislados en función del órgano 96 

Figura 15 Lesiones de peritonitis en una gallina ponedora 97 

Figura 16 Representación del éxito de aislamiento en función del órgano                    98 

Figura 17 Gel de PCR (fimC)               101 

Figura 18 Gel de PCR (fyuA) 101 

Figura 19 Gel de PCR (múltiple) 102 

Figura 20 Representación del grupo mayoritario por patotipos en aislados clínicos                        106 

Figura 21 Representación del grupo mayoritario por patotipos en aislados fecales                                 115 

Figura 22 Gel de PFGE: representación de los distintos patrones de bandas en aislados clínicos 127 

Figura 23 Representación de los perfiles de restricción obtenidos en aislados clínicos por PFGE 128 

Figura 24 Representación de los perfiles de restricción obtenidos en aislados fecales por PFGE 134 

   

   

   



ÍNDICE DE ABREVIATURAS 
 

 

VIII 
 

A Adenina 

ADN Ácido desoxirribonucleico 

AEMPS Agencia Española de Medicamentos y Productos Sanitarios 

APEC Avian pathogenic E. coli 

BHI Brain Heart Infusion 

C Citosina 

ºC Grados centígrados 

CH Colitis Hemorrágica 

CLSI Clinical Laboratory Standard Institute 

cm Centímetro 

CMI Concentración Mínima Inhibitoria 

DHI Diámetro del Halo de Inhibición 

dNTP Deoxyribonucleotide triphosphate 

ERC Enfermedad Respiratoria Crónica 

ELISA Enzyme-Linked Immuno Sorbent Assay 

ECEA E. coli enteroagregativo 

ECEI E. coli enteroinvasivo 

ECEP E. coli enteropatogénico 

ECET E. coli enterotoxigénico 

ECVT E. coli verotoxigénico 

F Antígeno fimbrial 

FDA Food and Drug Administration 

G Guanina 

g Gramo 

H Antígeno flagelar 

h Hora 

IA Influenza Aviar 

IAAP Influenza Aviar de Alta Patogenicidad 

IABP Influenza Aviar de Baja Patogenicidad 

IMVIC Indol, Rojo de Metilo, Voges Proskauer y Citrato 

ITU Infección Tracto Urinario 

K Antígeno capsular 

Kb Kilobases 

L Litro 

LB Luria Bertani 

LT Termolábil 

LTI Laringotraqueítis Infecciosa 

N Neuraminidasa 

ND No determinado 



ÍNDICE DE ABREVIATURAS 

 

IX 
 

NCCLS National Commitée for Clinical Laboratory Standards 

NT No Tipable 

Mb Megabase 

MG Mycoplasma gallisepticum 

min Minuto 

ml Mililitro 

mM Milimolar 

mm Milímetro 

O Antígeno somático 

OIE Organización Mundial de Sanidad Animal 

OMS Organización Mundial de la Salud 

PCR Polimerase Chain Reaction 

pb Pares de bases 

PFGE Pulsed Field Gel Electrophoresis 

pmol Picomol 

PTT Púrpura trombocitopénica trombótica 

RD Real Decreto 

REDP RestrictionEnzyme Digestion Profile  

RFLP Restriction Fragment Length Polymorphism 

RT-PCR Reverse transcriptase-PCR 

s Segundo 

SSI Statens Serum Institute 

ST Termosensible 

SUH Síndrome Urémico Hemolítico 

T Timina 

TRT Rinotraqueítis del pavo 

UE Unión Europea 

V Voltio 

VT Verotoxina 

μl Micrólitro 

μM Micromolar 



 
 

 



 
 

1 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

  

 

 

 

INTRODUCCIÓN 

 

 

 



 
 

 

 



INTRODUCCIÓN 

 

3 
 

 

1.1.  IMPORTANCIA DE LA AVICULTURA DE PUESTA  

 

1.1.1.  Situación actual en España  

 

Según Inprovo (www.inprovo.com), en 2008, el censo de gallinas ponedoras en España 

superó los 40 millones. Las Comunidades Autónomas donde se concentran los mayores 

censos de gallinas ponedoras son Cataluña, Castilla La Mancha y Castilla León. En la 

Figura 1, se representa la distribución regional  del censo total de gallinas ponedoras por 

Comunidades Autónomas.  

 

Figura 1. Distribución del censo de gallinas ponedoras en España (miles de aves, año 

2005) (Fuente: marm, 2008) 

 

 

 

  

  

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

1.1.2.  Importancia de las enfermedades en avicultura de puesta 

 

Las enfermedades que afectan al sector avícola de puesta tienen gran influencia 

sobre los parámetros productivos o zootécnicos, y en algunos casos en Salud Pública. 



INTRODUCCIÓN 
 

 

4 
 

Suponen importantes pérdidas económicas por la mortalidad animal, los retrasos del 

crecimiento, el coste de los tratamientos veterinarios, así como, los debidos a descensos 

en la producción por disminuciones del porcentaje de puesta o por alteraciones en la 

calidad del huevo, siendo no aptos para su comercialización. Los gastos derivados del 

control de estas enfermedades suponen una gran inversión para la industria avícola de 

puesta. 

 El origen para el desarrollo de las enfermedades es muy variado: manejo, genético, 

nutricional, bacteriano, vírico, parasitario, fúngico, etc. Cualquier causa que origine 

estrés puede desencadenar la aparición de una enfermedad, ya que el sistema inmune 

del animal se encuentra comprometido (Dho-Moulin, 1993; Gross, 1994; Buxadé et al., 

2000).  

Hay enfermedades que no tienen relación directa con la disminución o alteración de 

parámetros productivos, pero actúan como factores predisponentes para el desarrollo de 

otras enfermedades que pueden influir a este nivel.  

Por todo ello, pasamos a detallar las principales características de las enfermedades 

más importantes en avicultura de puesta. 

 

 

1.1.2.1.  Principales enfermedades infecciosas en avicultura de 

puesta 

 

El presente estudio se centra únicamente en gallinas ponedoras alojadas en jaula. La 

relación de enfermedades expuestas en este trabajo se limita a las de etiología vírica y 

bacteriana, por ser las más frecuentes. Es importante resaltar que las enfermedades 

causadas por hongos y levaduras, por toxicidad, enfermedades del metabolismo y de la 

nutrición, presentan una incidencia relativamente baja. 

Lo mismo sucede con las enfermedades parasitarias; no son tan relevantes como en 

el caso de sistemas de producción  cárnica o sistemas alternativos. Sin embargo, es 

importante destacar la coccidiosis por las alteraciones significativas en los parámetros 

productivos, por su papel como precursora de otros procesos digestivos y por la 

mortalidad que puede ocasionar (Buxadé, 2000). 

También es importante otra enfermedad parasitaria externa causada por el ácaro 

Dermanyssus gallinae (D. gallinae) o ácaro rojo de la gallina. Sus hábitos son nocturnos y 



INTRODUCCIÓN 
 

 

5 
 

acuden a las gallinas atraídos por el calor corporal, alimentándose de sangre. Esto 

provoca un estado de debilidad y estrés muy elevado para los animales aumentando la 

susceptibilidad a otras enfermedades, así como drásticas disminuciones del bienestar 

animal (De Luna et al., 2008). También se ha demostrado su papel como vector 

transmisor de enfermedades víricas y bacterianas (Valiente et al., 2005, 2007a, 2007b; De 

Luna et al., 2008). 

D. gallinae es responsable de importantes pérdidas económicas en el sector, debidas 

tanto a la mortalidad como a la disminución en la comercialización de los huevos, que 

presentan manchas de sangre (Buxadé, 2000). 

 

1.1.2.1.1. Enfermedad Respiratoria Crónica (ERC) 

 

Mycoplasma gallisepticum (M. gallisepticum) es el agente principal de la ERC y junto 

con M. gallinarum, M. pullorum, M. gallinaceum y M. iners son los más frecuentemente 

aislados en granjas avícolas (Poveda et al., 1990). El proceso se inicia frecuentemente con 

una infección primaria como Enfermedad de Newcastle o Bronquitis Infecciosa, y el 

cuadro suele agravarse debido a una invasión bacteriana secundaria, normalmente con 

Escherichia coli (E. coli) (Breé et al., 1989; Nakamura et al., 1992a; Barnes et al., 2003; Ley, 

2003). 

La infección puede transmitirse vía vertical, en la cual las reproductoras infectadas 

trasmiten  M. gallisepticum a su descendencia a través del huevo (Ley, 2003; Bencina et al., 

2005). A pesar de la baja persistencia de los micoplasmas en el medio ambiente 

(Christensen et al., 1994) se ha descrito su transmisión horizontal a través del aire, polvo, 

gotas de la expectoración, materiales, personal, etc. Los pájaros, roedores e insectos 

también pueden actuar como reservorio de la enfermedad (Poveda et al., 1990; 

Christensen et al., 1994; Ley, 2003; Dhondt et al., 2007).  

El periodo de incubación oscila desde 4 días a 3 semanas. Las aves jóvenes muestran 

dificultad respiratoria, anorexia, disminución de ganancia de peso e incremento de los 

índices de conversión del pienso. En las aves adultas, la sintomatología más frecuente es 

respiratoria: estornudos, tos y congestión generalizada de vías respiratorias, tráquea 

congestiva e inflamada con aumento de la mucosidad y/o exudado caseoso en los sacos 

aéreos, especialmente en infecciones secundarias por E. coli. Se puede observar también 



INTRODUCCIÓN 
 

 

6 
 

conjuntivitis, sinovitis e inflamación y congestión a nivel del aparato reproductor, 

pudiendo alterar la producción de huevos (Ley, 2003) lo que supondría importantes 

pérdidas económicas. Dependiendo de la gravedad del brote, la morbilidad suele ser alta 

(80-100%) y la mortalidad oscila entre el 5 y el 20%. En caso de contaminación por otros 

microorganismos el porcentaje de mortalidad puede ser superior. 

Puede realizarse el aislamiento por cultivo (Marois et al., 2000) a partir de muestras 

clínicas, aunque resulta una técnica compleja, y también mediante la  detección de M. 

gallisepticum y M. synoviae por PCR (Kempf et al., 1993; Marois et al., 2000, 2002; Mekkers 

et al., 2005). El diagnóstico diferencial se debe realizar con Enfermedad de Newcastle o 

Bronquitis Infecciosa combinada con infección secundaria por E. coli u otros 

microorganismos (Kleven, 1998). Chirinos et al., (2000) sugieren en su estudio la 

utilización de técnicas ELISA como prueba serológica para determinar anticuerpos 

contra M. gallisepticum y M. synoviae y la PCR como prueba confirmatoria para el 

diagnóstico de micoplasmosis aviar. 

Las medidas de bioseguridad, junto con buenas pautas de manejo (instalaciones 

adecuadas, programas de ventilación, limpieza, apropiada densidad de animales, etc.) 

son los elementos más importantes para evitar la contaminación por M. gallisepticum y 

M. synoviae. 

La única vacuna autorizada en España es Nobilis MG 6/85 (Intervet-Schering-

Plough Animal Health). Es una vacuna viva liofilizada que se administra por vía 

inhalatoria (spray fino). En los análisis serológicos, los títulos de anticuerpos en lotes 

vacunados indican contacto con M. gallisepticum, no revelan presencia de enfermedad. 

 

1.1.2.1.2. Coriza Infecciosa 

 

El agente etiológico es Haemophilus paragallinarum (H. paragallinarum), bacteria que 

puede trasmitirse por el aire a través de partículas de polvo o por el agua de bebida y 

también a través del personal, animales vectores o materiales de la granja (Blackall y 

Matsumoto, 2003). El periodo de incubación varía de 1 a 3 días. 

Se trata de una enfermedad que afecta al tracto respiratorio superior de las aves 

observando inflamación óculo-nasal con supuración, conjuntivitis, estornudos e 

inflamación facial (Blackall y Matsumoto, 2003; García et al., 2008). La incidencia de la 



INTRODUCCIÓN 
 

 

7 
 

enfermedad es mayor en los complejos multiedad aunque también depende de la 

situación geográfica y la época del año. Se producen importantes pérdidas económicas 

debidas a las escasas ganancias de peso y a la disminución del porcentaje de puesta (10-

40%). La morbilidad es elevada y la mortalidad generalmente es baja pero depende de la 

virulencia de la infección. 

Los síntomas son similares a los producidos en la Micoplasmosis, por lo que el 

diagnóstico presuntivo es difícil de establecer. El diagnóstico definitivo se obtiene 

mediante el aislamiento de la bacteria a partir del exudado, de los senos o de los sacos 

aéreos de las aves afectadas. Existen técnicas moleculares de PCR para la determinación 

de H. paragallinarum (Chen et al., 1998) y de ribotipado (Miflin et al., 1997). 

Se pueden realizar tratamientos con antibióticos, pero la erradicación y la 

prevención son los medios de control más recomendables. Los programas de vacunación 

mediante autovacunas inactivadas se centran en áreas donde la enfermedad es endémica 

y no puede ser erradicada. 

 

1.1.2.1.3. Enfermedad de Newcastle 

 

Se trata de una enfermedad de declaración obligatoria urgente en todos los países de 

la Unión Europea (UE), listada en el anexo I del Real Decreto (RD) 617/2007, en el cual se 

establece la lista de enfermedades animales de declaración obligatoria y se regula su 

notificación. Está causada por un virus de la familia Paramyxoviridae perteneciente al 

serotipo 1.  

La gravedad de la enfermedad depende de la virulencia de la cepa responsable 

(lentogénicas, mesogénicas y velogénicas), del tipo de hospedador, edad, estado 

inmunitario, otras infecciones, condiciones medioambientales y vía de transmisión. Ésta 

puede ser por las secreciones de las aves infectadas, especialmente las heces (Alexander, 

2003), material infectado, camiones, personal, animales salvajes y a través del aire. El 

periodo de incubación es variable, oscilando entre 2 y 15 días. 

Las aves salvajes, sobre todo las palomas, son una importante fuente de infección 

para las granjas avícolas, ya que pueden eliminar virus a través de las heces (Alexander 

et al., 1997; Gohm et al., 2000). 



INTRODUCCIÓN 
 

 

8 
 

Las cepas velogénicas dan lugar a formas clínicas sobreagudas, la morbilidad puede 

llegar a alcanzar valores del 100% y la mortalidad puede superar el 50% en aves adultas 

y el 90% en aves jóvenes. El cuadro clínico es de corta duración, aparece bruscamente y 

se propaga con rapidez. La sintomatología es respiratoria y nerviosa (Buxadé, 2000). 

Las cepas mesogénicas dan lugar a formas clínicas agudas, cursando con 

sintomatología respiratoria y las alteraciones nerviosas no son frecuentes (Alexander, 

2003). Se produce una caída brusca de la puesta que puede persistir durante semanas, 

con afectación de la calidad de la cáscara. Las cepas lentogénicas no suelen cursar con 

problemas en aves adultas, sin embargo, en las jóvenes provocan un cuadro respiratorio 

leve acompañado de cierta mortalidad  (Alexander, 2003). La caída de puesta originada, 

se recupera en pocas semanas sin alcanzar los valores iniciales (Buxadé, 2000). 

Para llevar a cabo el diagnóstico definitivo se debe realizar el aislamiento e 

identificación del virus a partir de hisopos de la tráquea o de la cloaca mediante la 

inoculación de huevos embrionados de pollo, así como la evaluación de la 

patogenicidad. También pueden emplearse técnicas serológicas como el ELISA, la 

prueba de la inhibición de la hemaglutinación, etc. 

El diagnóstico diferencial podría realizarse con Bronquitis Infecciosa, Cólera, 

Influenza Aviar, Micoplasmosis o Laringotraqueítis Infecciosa.  

Como sucede con las demás enfermedades víricas, no existe tratamiento específico. 

Puede recurrirse al empleo de antibióticos de amplio espectro autorizados para evitar 

posibles infecciones secundarias. Por ello, lo más eficaz para luchar contra la enfermedad 

de Newcastle es la profilaxis (Buxadé, 2000). 

Se pueden utilizar vacunas preparadas con cepas vivas, aplicadas bien por vía 

aerógena-nebulización o en agua de bebida, y vacunas inactivadas de aplicación 

intramuscular (Alexander, 2003).  

Las vacunas disponibles actualmente en el mercado son las siguientes: Nobilis C-30 

(Intervet-Schering-Plough Animal Health), Poulvac NDW (Fort Dodge), Hipraviar B1, 

Hipraviar clon, Hipraviar S viva cepa la sota (Hipra) y TAD-ND vac la sota (Calier).  

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

9 
 

1.1.2.1.4. Bronquitis Infecciosa 

 

Enfermedad vírica de curso agudo, cuyo agente etiológico pertenece a la familia 

Coronaviridae. Es altamente contagiosa a través del aire, pudiéndose transmitir incluso 

entre granjas (Cavanagh, 2003).  

La infección se caracteriza por alteraciones respiratorias (tráqueas congestivas con 

exceso de mucosidad incluso en los sacos aéreos; en animales jóvenes la aparición de un 

tapón caseoso amarillento en la bifurcación de la tráquea es indicativa de este tipo de 

enfermedad), alteraciones renales y descenso de la producción con alteraciones de la 

calidad de la cáscara, lo que origina importantes pérdidas económicas (Cavanagh y 

Naqi, 2003; Liu et al., 2006). En las pollitas jóvenes el virus afecta también al tracto genital 

en formación, provocando lesiones irreversibles y dando lugar a futuras “falsas 

ponedoras”. Esta enfermedad aumenta la susceptibilidad a infecciones secundarias como 

las producidas por E. coli (Matthijs et al., 2005). 

Para realizar el diagnóstico hay tres factores a tener en cuenta: la valoración de las 

lesiones, el aislamiento del virus en el laboratorio y el incremento de los títulos de 

anticuerpos en muestras de suero. 

No existe tratamiento, y la vacunación preventiva de todos los lotes mediante 

vacunas vivas (administradas en las 5 primeras semanas de vida y en el agua de bebida) 

e inactivadas (en combinación con otros antígenos alrededor de la decimotercera-

decimoquinta semana de vida) forma parte importante en la estrategia de control de esta 

enfermedad (Cavanagh, 2003).  

Las vacunas disponibles actualmente en el mercado son las siguientes: Nobilis H120, 

Nobilis Ma5, Nobilis 4/91, Nobilis Ma5+C30 (vacuna combinada de bronquitis y peste 

aviar) (Intervet-Schering-Plough Animal Health), Poulvac IB H120, Poulvac IB Primer 

(Fort Dodge), Bronhipra-1 y Bronhipra-2 (Hipra), Avinew (Merial) y TAD- IB VAC H120 

(Calier). 

 

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

10 
 

1.1.2.1.5. Laringotraqueitis Infecciosa (LTI) 

 

Enfermedad respiratoria aguda (Kirkpatrick et al., 2006) causada por un virus 

perteneciente a la familia Herpesviridae. La transmisión es horizontal vía respiratoria, 

gracias al transporte del virus a través de vectores como material de la granja, personal 

visitante, ropa, camiones, etc. (Guy et al., 2003).  

El periodo de incubación oscila entre los 4 y 12 días, la morbilidad es muy elevada 

(90-100%) y la mortalidad variable pudiendo incluso alcanzar el 70%, aunque lo más 

frecuente son valores del 10- 20%. 

El virus de la LTI se replica activamente en el epitelio de laringe y tráquea (Bagust et 

al., 1995), incluso en conjuntiva, sacos aéreos y pulmones. Los virus provocan un gran 

daño en el epitelio, mayoritariamente el de la tráquea, así como hemorragias. El virus 

está presente en las secreciones traqueales durante la primera semana post-infección, y 

ocasionalmente se han detectado niveles bajos de replicación del virus hasta 10 días post-

infección (Bagust et al., 1995). 

Las aves afectadas muestran una disnea muy marcada con estertores y toses debido 

a la presencia de sangre, costras e incluso exudado caseoso que obstruye la laringe o la 

tráquea. Las aves mueren frecuentemente por asfixia (Guy et al., 2003). En los últimos 

años han aparecido formas más suaves de la infección, observándose hipersecreción 

lacrimal, edema de senos infraorbitarios, rinorrea, conjuntivitis hemorrágica y una 

pequeña caída de puesta, con una mortalidad casi despreciable. En ponedoras la 

producción de huevos puede disminuir entre el 10-50%, recuperándose posteriormente 

los valores normales (Guy y Bagust, 2003). 

El diagnóstico definitivo se realiza mediante exámenes histológicos de cortes de 

tráquea en los que la presencia de cuerpos de inclusión es de gran valor diagnóstico. 

También puede realizarse el aislamiento del virus en huevos fértiles de pollo a partir de 

mucosidad traqueal, ya que otras enfermedades de tipo respiratorio pueden causar la 

misma sintomatología y lesiones. Existen técnicas moleculares de PCR para el 

diagnóstico del virus (Abbas et al., 1996). 

 La vacunación es una parte muy importante en los programas de control de la  

enfermedad. Actualmente sólo se elaboran vacunas vivas obtenidas por pases del virus 



INTRODUCCIÓN 
 

 

11 
 

en embrión de pollo, algunas de las vacunas disponibles son Poulvac ILT (Fort Dodge), 

Nobilis ILT (Intervet-Schering-Plough Animal Health) e Hipraviar ILT (Hipra).  

En comparación con las vacunas de tejido celular, que son menos problemáticas en 

cuanto a la reversión a la virulencia (Guy et al., 1991), las obtenidas a partir de embrión 

de pollo son menos inocuas, pudiendo provocar un incremento en la virulencia (Kotiw et 

al., 1995), ocasionando una reacción postvacunal mayor (conjuntivitis a los 5-7 días), 

aunque confieren una mayor inmunidad y más duradera. Algunas aves recuperadas de 

la infección pueden actuar como portadores latentes y excretar el virus durante un largo 

periodo de tiempo. El virus se localiza en el ganglio trigémino a los 4-7 días post-

infección y su reactivación ha sido demostrada incluso a los 15 meses de la vacunación. 

El programa de vacunación más habitual suele ser la aplicación de una única dosis a 

las 10 semanas de vida por vía ocular, aunque también puede administrarse en agua de 

bebida o por nebulización.  

La realización de análisis serológicos nos facilita información sobre la respuesta a la 

vacunación del lote, aunque no existe una relación directa entre el título de anticuerpos y 

la protección ya que ésta es de base celular. Los anticuerpos pueden ser detectados entre 

los 5 y 7 días post vacunación, alcanzando un pico máximo a los 21 días. 

 

1.1.2.1.6. Influenza Aviar (IA) 

 

La Influenza aviar es una enfermedad infecciosa vírica altamente contagiosa de las 

aves de corral y otras aves cautivas, causada por un virus de la familia Orthomyxoviridae, 

género Influenzavirus A. Se trata de una enfermedad de Declaración Obligatoria, listada 

en el anexo I del RD 617/2007, en el cual se establece la lista de las enfermedades de los 

animales de declaración obligatoria y se regula su notificación.  

Las medidas específicas de lucha contra la enfermedad están reguladas en nuestro 

país principalmente por el RD 445/2007, de 3 de abril, por el que se establecen las 

medidas de lucha contra la IA, y la Orden 2442/2006, de 17 de julio, por la que se 

establecen medidas específicas de protección en relación con la IA; la Decisión 

437/2006/UE, de 4 de agosto, por el que se aprueba un manual de diagnóstico de la 

gripe aviar; la Decisión 415/2006/UE, sobre medidas de protección en caso de detección 



INTRODUCCIÓN 
 

 

12 
 

de gripe aviar en aves de corral; y la decisión 563/2006/UE sobre medidas en caso de 

detección en aves silvestres. 

Estos virus son altamente contagiosos entre las aves y se transmiten rápidamente 

entre granjas por los movimientos de aves domésticas vivas, animales, personas y 

vehículos (Swayne et al., 2003).  

Los virus de la IA se clasifican según la presencia de los antígenos Hemaglutinina y 

Neuraminidasa, existiendo multitud de posibles combinaciones. En el Anexo I del RD 

445/2007, en función del grado de virulencia se definen: IA de alta patogenicidad 

(IAAP) como virus pertenecientes a los subtipos hemaglutinina tipo 5 ó tipo 7; o cuyo 

índice de patogenicidad intravenosa es mayor a 1,2 en pollos de 6 semanas de edad;  y la 

IA de baja patogenicidad (IABP) como virus pertenecientes a los subtipos hemaglutinina 

tipo 5 ó tipo 7, que no entran en la definición del apartado anterior. 

Los signos clínicos varían en función del serotipo de virus involucrado en la 

infección. En la IABP, se observa una leve sintomatología respiratoria, plumaje erizado y 

reducción de la producción de huevos. Puede producirse una complicación por 

patógenos secundarios, aumentando por tanto la gravedad del cuadro (Capua et al., 

2004). 

En la IAAP, el virus invade además otros órganos y tejidos pudiendo observar 

hemorragias internas masivas, elevada mortalidad (hasta del 100%), postración, caída 

repentina de la producción de huevos, alteraciones de la cáscara, signos nerviosos y 

entéricos (Capua et al., 2000; 2004). 

El diagnóstico se realiza gracias a técnicas de RT-PCR a partir de muestras de origen 

respiratorio y fecal. El diagnóstico diferencial se realiza con Cólera Aviar agudo, con la 

forma velogénica de la Enfermedad de Newcastle y otras enfermedades respiratorias 

como la LTI.  

En el Capítulo VIII del RD 445/2007 se establece la prohibición en cuanto a la 

vacunación de las aves domésticas, así como los planes de vacunación en caso de riesgo 

grave.  

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

13 
 

1.1.2.1.7. Neumovirosis Aviar 

 

Las enfermedades producidas por neumovirus aviares pueden denominarse 

rinotraqueitis del pavo (TRT), síndrome de cabeza hinchada y rinotraqueitis aviar. Están 

causadas por un Pneumovirus, se transmite por el agua contaminada, personal y equipo, 

así como de ave a ave (Gough, 2003). 

Se puede observar tos, ruidos respiratorios, descargas nasales, conjuntivitis e 

hinchazón del seno infraorbitario y edema submandibular. En los lotes de puesta puede 

producirse una caída en la producción del 70%, así como alteraciones en la calidad del 

huevo. La morbilidad es elevada mientras que la mortalidad puede variar entre el 0,4% y 

50% (Gough, 2003). Si no se producen complicaciones bacterianas las aves se recuperan 

en 10-14 días. 

El aislamiento del virus es muy difícil ya que desaparece muy rápido del ave, se 

puede realizar la detección del virus mediante PCR y otras técnicas moleculares. La 

detección de anticuerpos se realiza mayoritariamente por la técnica de ELISA. 

No existe un tratamiento eficaz contra la enfermedad, aunque se pueden controlar 

las infecciones concomitantes y mejorar las condiciones ambientales, con el objetivo de 

disminuir la gravedad de las manifestaciones clínicas.  

Gracias a los programas de vacunación se intentan satisfacer dos objetivos: proteger 

frente a la enfermedad y mejorar la calidad de la cáscara. La combinación de vacunas 

vivas administradas por nebulización junto con inactivadas administradas 

intramuscularmente antes del traslado a las naves de puesta, parece ser la mejor opción 

para el control de la enfermedad. 

Las vacunas disponibles actualmente en el mercado son las siguientes: Nobilis TRT 

viva, TRT+IB+IBD+ND inactivada, TRT+IB+ND+EDS inactivada (Intervet-Shering 

Plough Animal Health), Poulvac TRT REO, inactivada (Fort Dodge), Hipraviar SHS viva, 

Hipraviar TRT inactivada, Hipraviar TRT4 [TRT+IB+IBD+ND] (Hipra) y Aviffa RTI 

viva, Gallimune 303 [ND+IB+TRT], Gallimune 407 [ND+IB+EDS+TRT] (Merial). 

  

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

14 
 

1.1.2.1.8. Leucosis Linfoide 

  

La Leucosis Linfoide está causada por un virus de la familia Retroviridae y puede 

transmitirse vertical y horizontalmente (Fadly et al., 2003). La principal característica de 

esta enfermedad es la presencia de neoplasias en la bolsa de Fabricio con metástasis en 

multitud de órganos internos, sobre todo en el hígado, bazo y riñón (Fenton et al., 2005). 

Las pérdidas económicas debidas a la mortalidad por los tumores, así como por la 

reducción de los parámetros productivos son muy importantes (Fadly, 2000). Suele 

afectar a aves de más de 24 semanas de edad. 

Las aves están decaídas, pálidas y con bajo peso. El diagnóstico diferencial debe 

establecerse  con la Enfermedad de Marek, por la presencia de tumores, aunque en la 

Leucosis Linfoide no se producen parálisis o paresias, la incidencia es inferior al 5% y no 

hay hipertrofia de los nervios. 

No existe tratamiento. Debido a la elevada importancia de la transmisión vertical y a 

que la enfermedad no es muy contagiosa, la erradicación es el mejor método de control, 

por tanto los esfuerzos deben concentrarse en la detección de las reproductoras 

infectadas, y por lo tanto portadoras y transmisoras de virus a la descendencia (Fadly, 

2000). 

 

1.1.2.1.9. Enfermedad de Marek 

 

Es una enfermedad linfoproliferativa producida por un virus altamente contagioso 

de la familia Herpesviridae (Venugopal, 2000; Nair, 2005). El virus permanece durante 

mucho tiempo en el medio ambiente, afectando a aves entre 12 y 24 semanas de edad. 

 Las aves infectadas eliminan virus a través de los folículos de las plumas, fuente de 

infección para otras aves, que los inhalan. Algunas aves recuperadas de la infección 

pueden actuar como portadoras latentes.  

La morbilidad y mortalidad son altamente variables, pudiendo observar valores de 

mortalidad entre un 5-50%, dependiendo de la virulencia del virus.  

Los signos clínicos principales son nerviosos, de aparición temprana y se deben a 

una parálisis unilateral (Witter et al., 2003). En otras ocasiones se puede observar el 



INTRODUCCIÓN 
 

 

15 
 

“buche pendulante” (afectación del nervio vago), aunque lo más frecuente es una 

presentación aguda de la enfermedad con presencia de múltiples tumores en órganos 

internos (Nair, 2005). Otros signos no específicos, como pérdida de peso, palidez, 

anorexia y diarrea se pueden observar si el proceso es crónico. También puede existir 

ceguera asociada a la infiltración linfoidea del iris, que puede ser uni o bilateral (Witter et 

al., 2003). 

El diagnóstico definitivo debe realizarse laboratorialmente. El historial, la edad de 

las aves y la localización de las lesiones pueden servir como indicativos de la 

enfermedad. El diagnóstico diferencial entre Marek y Leucosis Linfoide requiere un 

estudio histológico para valorar lesiones a nivel microscópico como la infiltración de 

nervios periféricos, lesiones en bazo, bolsa de Fabricio, etc.  

El nivel de protección mediante vacunación no se alcanza hasta pasados 5-7 días 

postinoculación por lo que es fundamental impedir contaminaciones tempranas por el 

virus en la granja. Por este motivo, el mejor método de control se consigue combinando 

la vacunación en la incubadora con la implantación de estrictas medidas de 

bioseguridad.  

Las vacunas disponibles actualmente en el mercado son las siguientes: Nobilis 

Marexine CA 126 (HVT), Rismavac (Rispens), Rismavac + Marexine CA 126 (Intervet-

Shering Plough Animal Health), Poulvac Marek CDI, Poulvac Marek HVT WET, Poulvac 

Marek CVI+HVT (Fort Dodge) y Bio Marek R+HVT, CrioMarek HVT, CrioMarek 

Rispens (Merial). 

 

1.1.2.1.10. Viruela Aviar 

 

Enfermedad causada por un virus del género Avipoxvirus, familia Poxviridae, de 

transmisión horizontal por contacto directo entre aves enfermas, o con agua o pienso 

contaminado. Se ha demostrado que los mosquitos y otros vectores como D. gallinae 

pueden ser transmisores del virus  (Tripathy et al, 2003). 

El periodo de incubación varía de 4 a 10 días, y el cuadro clínico puede presentarse 

como forma cutánea o seca y forma diftérica o húmeda (Tsai et al., 1997). 



INTRODUCCIÓN 
 

 

16 
 

En la forma cutánea se observan lesiones a nivel de  la cabeza, cresta o barbillas, 

tienen normalmente forma de verruga y son de color amarillento o marrón oscuro. Las 

aves presentan fiebre, disminución del consumo de pienso o caída de producción y la 

mortalidad es baja (1-2%). En la forma diftérica las lesiones son amarillo-blanquecinas y 

de apariencia caseosa y se localizan en la boca, esófago y/o tráquea. Los nódulos pueden 

aumentar de tamaño dando lugar a disnea o incluso a la muerte del animal por asfixia. 

La mortalidad puede alcanzar valores del 50% (Tripathy et al., 1997).  

El diagnóstico clínico es el más sencillo si la enfermedad se presenta con la forma 

seca, mientras que en la forma diftérica debería realizarse el diagnóstico diferencial con 

la LTI. El diagnóstico definitivo debe realizarse en el laboratorio mediante histología 

(cuerpos de inclusión intracitoplasmáticos) o por aislamiento e identificación del virus 

en huevos embrionados de pollo. Se han desarrollado técnicas moleculares (PCR, PCR 

anidada, análisis de los productos de endonucleasas  de restricción, hibridación con 

sondas genómicas, etc.) para la detección de la viruela aviar (Schnitzlein et al., 1988; 

Ghildyal et al., 1989; Lee et al., 1997; Fallavena et al., 2002, citados en el Manual de la OIE 

sobre animales terrestres, 2004). 

El método de control más eficaz es la vacunación mediante una vacuna viva 

administrada en la membrana del ala, normalmente en combinación con la vacuna de 

encefalomielitis, formándose un nódulo en el punto de inoculación a los 7-10 días post-

vacunación. De este modo se podría constatar si la aplicación de la vacuna ha sido 

correcta.  

Las vacunas disponibles actualmente en el mercado son las siguientes: AEPOX 

(viruela + encefalomielitis), Nobilis Ovodiptherin (Intervet-Shering Plough Animal 

Health), Hiprapox (Hipra) y BIOPOX (Merial). 

 

1.1.2.1.11. Encefalomielitis Aviar 

 

Enfermedad vírica causada por un virus del género Hepatovirus, familia 

Picornaviridae. Se trata de una infección entérica, por tanto, la principal vía de 

transmisión es la fecal-oral o por vectores. También se ha demostrado la transmisión 

vertical causando mortalidad embrionaria, disminución en el número de eclosiones y 



INTRODUCCIÓN 
 

 

17 
 

nacimiento de pollitos infectados que eliminan virus en la incubadora e infectan a otros 

pollos susceptibles recién nacidos (Calnek, 2003). 

La enfermedad como tal, se produce en animales menores de 3 semanas de vida, 

manifestando una sintomatología nerviosa (ataxia y parálisis) y queratoconjuntivitis 

(Buxadé, 2000). La morbilidad oscila entre el 40-60% y la mortalidad entre el 25-50%, 

aunque estos valores disminuyen si los animales poseen una buena inmunidad. En las 

aves adultas se observa únicamente una importante caída de la producción mantenida 

durante 2 ó 3 semanas y una recuperación posterior rápida (Tannock et al., 1994). 

Los signos nerviosos junto con la caída de producción e incubabilidad de los huevos 

fértiles resulta indicativo de la infección. Las aves no muestran lesiones macroscópicas, 

pero el estudio histológico revela lesiones típicas como meningoencefalitis no purulenta 

diseminada, manguitos perivasculares, degeneración neuronal en cerebro y médula 

espinal, gliosis y cromatolisis central de neuronas en cerebro, agregados linfocitarios en 

proventrículo, molleja, páncreas y otras vísceras) lo cual permite diferenciar la 

Encefalomielitis de la Encefalomalacia (deficiencia de Vitamina E). Se puede realizar el 

diagnóstico diferencial con Newcastle, Marek y Bronquitis infecciosa. Para realizar el 

diagnóstico, también existen técnicas de aislamiento vírico (inoculación en saco vitelino 

de suspensión de cerebro de pollito infectado) y pruebas serológicas.  

Como sucede con las demás enfermedades víricas, no existe tratamiento específico. 

Puede recurrirse al empleo de antibióticos de amplio espectro autorizados para evitar 

posibles infecciones secundarias. El plan de control incluye vacunas vivas administradas 

en la membrana del ala, normalmente junto con la vacuna de viruela aviar. Las vacunas 

disponibles son las siguientes: AEPOX (viruela + encefalomielitis) y Nobilis AE 1140 

(Intervet-Shering Plough Animal Health) y BIO EA (Merial). 

 

1.1.2.1.12. Enfermedad de Gumboro 

 

Enfermedad causada por un virus de la familia Birnaviridae, muy resistente en 

condiciones de falta de limpieza y desinfección (Lukert y Saif, 2003) lo que dificulta su 

erradicación. Es un virus altamente contagioso y se difunde fácilmente entre los 

animales a través de los excrementos, pienso, agua, polvo e insectos vectores (Lukert y 



INTRODUCCIÓN 
 

 

18 
 

Saif, 2003). La ropa y equipos contaminados pueden ser una fuente de infección entre 

instalaciones o granjas. 

Existen dos serotipos del virus, I y II, siendo el I donde se encuentran los 

responsables de la enfermedad en las aves. La replicación viral provoca en el animal un 

estado de inmunosupresión que aumenta la susceptibilidad a infecciones secundarias 

(Lasher y Shane, 1994).  

La forma clínica suele presentarse entre las 3 y 6 semanas de edad, observando en 

los animales: depresión, plumas erizadas, disminución del consumo de pienso, aunque 

el del agua puede estar aumentado, lo cual produce diuresis y diarrea blanquecina. La 

mortalidad es variable, aunque en el caso de cepas muy virulentas puede alcanzar hasta 

el 60% (Van den Berg et al., 1991; Müller et al., 2003). 

Las lesiones y los signos clínicos son característicos para realizar el diagnóstico. En 

los casos agudos, la bolsa de Fabricio está aumentada de tamaño, con aspecto gelatinoso 

y en algunas ocasiones sanguinolenta. También se pueden ver hemorragias en músculos 

y los riñones pálidos.  En los casos crónicos, la bolsa presenta una marcada atrofia y unas 

lesiones histológicas muy evidentes, folículos atrofiados y fibróticos. (Cosgrove, 1962; 

Helmboldt y Garner, 1964; Cheville, 1967, citado por Lukert y Saif, 2003). Existen 

técnicas serológicas (ELISA, técnicas de precipitación con anticuerpos neutralizantes o 

por inmunodifusión en ágar) para la determinación de anticuerpos o la búsqueda del 

virus en la bolsa de Fabricio por las técnicas de RT-PCR (Moody et al., 2000; Majó et al., 

2001; Raue y Mazaheri, 2003 citados por Müller et al., 2003) o RFLP “Restriction Fragment 

Length Polymorphism” (Ture et al., 1998; Jackwood y Sommer, 1999, citados por Müller et 

al., 2003). 

No existe tratamiento, siendo la vacunación la mejor forma de prevenir la 

enfermedad. Las vacunas inactivadas se administran a las reproductoras para transmitir 

una inmunidad maternal elevada y uniforme a la descendencia. Las vacunas disponibles 

son las siguientes: Nobilis 228E, Nobilis D78 (Intervet-Shering Plough Animal Health), 

Bursine 2 (Fort Dodge), Hipragumboro CH80, Hipragumboro GM97 (Hipra), Gallivac 

IBD, Vaxxitec (HVT+IBD) (Merial) y Aviproprecise, TAD gumboro VAC (Calier). 

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

19 
 

1.1.2.1.13. Anemia Infecciosa  

 

El virus de la anemia infecciosa pertenece a la familia Circoviridae, género Gyrovirus 

(Hailemariam et al., 2008). La transmisión vertical a partir de las reproductoras 

infectadas es la principal vía de infección, aunque también se puede dar la transmisión 

horizontal por ingestión o inhalación (McNulty, 1991; Hoop et al., 1992; Schat, 2003). 

La forma clínica o aguda de la enfermedad se presenta en animales jóvenes (10-14 

días) que han adquirido la enfermedad vía vertical. Los pollitos están deprimidos y la 

mortalidad puede superar el 60%. La forma subclínica, en aves mayores, es mucho más 

común que la clínica y conlleva una disminución de rendimientos productivos, pérdidas 

económicas y aumento de la susceptibilidad a otras infecciones (Morales y Cardoso, 

2005; Hailemariam et al., 2008). Las lesiones macroscópicas descritas son anemia (valores 

del hematocrito inferiores a 27), médula ósea pálida, atrofia y palidez variable del timo, 

bursa y bazo, que dependen de la presencia de otros patógenos. 

Se pueden observar hemorragias subcutáneas e intramusculares junto con atrofia 

del sistema linfático y lesiones cutáneas localizadas (también conocida como 

“Enfermedad del ala azul”). El retraso del crecimiento junto con el aumento de la 

mortalidad supone importantes pérdidas económicas. 

El diagnóstico se basa en los signos clínicos y las lesiones, el valor del hematocrito es 

altamente indicativo. También se han desarrollado técnicas de PCR para la identifiación 

del virus, inmunofluorescencia y técnicas serológicas ELISA para valorar la 

seroconversión por el contacto con el virus de campo (Morales y Cardoso, 2005).  

No hay tratamiento frente a la anemia infecciosa, el método más eficaz para el 

control es la vacunación mediante vacunas vivas inactivadas (en la membrana del ala o 

por inyección subcutánea) de las reproductoras en recría para poder transmitir una 

inmunidad maternal elevada y uniforme a la descendencia. La única vacuna disponible 

actualmente en el mercado es la Nobilis CAV P4 (Intervet-Shering-Plough Animal 

Health). 

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

20 
 

1.1.2.1.14.  Salmonelosis Aviar 

 

El control de la salmonelosis constituye uno de los principales retos para el sector 

avícola. La importancia radica en las repercusiones en Salud Pública, las restricciones 

aplicadas a la comercialización de los productos procedentes de granjas infectadas y a las 

consecuencias sobre los programas sanitarios de las explotaciones (Esteban, 2008). 

Se ha sugerido (Rabsch et al., 2000) que la erradicación de los serotipos Pullorum y 

Gallinarum, gracias a la vacunación, ha permitido la ocupación del nicho ecológico de 

las aves por salmonelas consideradas de importancia en salud pública como Salmonella 

enterica subespecie enterica serotipo Enteritidis y Salmonella enterica subespecie enterica 

serotipo Typhimurium. Estas presentan una epidemiología muy compleja, asociada a la 

contaminación ambiental y a la existencia de infinidad de reservorios diferentes de las 

aves, por lo que es preciso realizar un control exhaustivo mediante medidas de 

bioseguridad, vacunación  e higiene. 

La Salmonelosis aviar puede transmitirse verticalmente, propio de ciertos serotipos 

como Enteritidis (Gantois et al., 2008a, 2008b) y horizontalmente a través de las heces, 

pienso, agua, insectos (Valiente et al., 2005, 2007a), roedores, aves salvajes, humanos, 

materiales y equipos, etc., en el caso de todos los serotipos. Las aves salvajes constituyen 

una importante fuente de infección para el hombre (Hall y Saito, 2008).  

La forma subclínica es la más frecuente e importante, ya que se produce un 

fenómeno de comensalismo entre los diferentes serotipos de salmonela y el ave, sin que 

se produzca patología. El principal problema es que al localizarse en el tracto digestivo 

de las aves (Pinheiro et al., 2001) pueden transmitirse a través de las heces a otros 

animales así como a sus producciones (carne y huevos) y a través de éstas, llegar al ser 

humano constituyendo una de las principales causas de toxiinfección alimentaria 

(Berchieri et al., 2001; Gantois et al., 2008a; Dunkley et al., 2008).  

La vigilancia y control de Salmonella  en Europa se ha llevado a cabo desde 1993 de 

acuerdo con la Directiva Comunitaria 92/117/CEE, relativa a medidas de protección 

contra determinadas zoonosis y determinados agentes productores de zoonosis en 

animales y productos de origen animal, a fin de evitar brotes de infecciones e 

intoxicaciones procedentes de los alimentos.  



INTRODUCCIÓN 
 

 

21 
 

La ambigüedad de esta Directiva, así como la disparidad de criterios y actuaciones 

asumidas por los distintos países miembros, con la consiguiente distorsión del “Mercado 

Único”, ha llevado a la Comisión Europea a establecer una legislación más estricta en el 

ámbito del control de las zoonosis de transmisión alimentaria. Así, en 2003 se publica el 

Reglamento (CE) 2160/2003, sobre el control de Salmonella y otros agentes zoonóticos 

específicos transmitidos por los alimentos.  

El objetivo es garantizar que se adopten medidas adecuadas y eficaces para detectar 

y controlar estos agentes en todas las fases de producción, transformación y distribución, 

en particular a nivel de producción primaria, con objeto de disminuir su prevalencia y el 

riesgo que suponen para la salud. 

La Legislación Comunitaria también se basa en el Reglamento (CE) 1168/2006, por el 

que se establece el objetivo de reducción de la prevalencia de determinados serotipos de 

salmonela en gallinas ponedoras, y el Reglamento (CE) 1177/2006, respecto a los 

requisitos de uso de métodos específicos de control en el marco de los programas 

nacionales de control de salmonela en aves de corral (Alonso, 2007). 

La Legislación Nacional contempla la Orden PRE/1377/2005, de 16 de mayo, por la 

que se establecen medidas de vigilancia y control de determinadas salmonelosis en 

explotaciones de gallinas ponedoras, a efectos del establecimiento de un Programa 

Nacional. También contempla la Orden PRE/407/2006, donde se establece la vacunación 

preventiva obligatoria de las futuras ponedoras frente a las salmonelas de importancia 

para la salud pública (Alonso, 2007). 

Toda esta Legislación vigente queda recogida en el “Programa Nacional para la 

vigilancia y control de determinados serotipos de Salmonella en gallinas ponedoras de la 

especie Gallus gallus”, en el que se fija el objetivo de reducción de la prevalencia, el área y 

especies de aplicación y las medidas de actuación para conseguir los objetivos (Alonso, 

2007). 

Las vacunas disponibles actualmente en el mercado son las siguientes: Intervet-

Shering-Plough Animal Health (Nobilis SG9R [vacuna viva serotipo Gallinarum] y 

Nobilis SALENVAC [vacuna inactivada serotipos Enteritidis + Typhimurium]); Calier 

(TAD Salmonella VAC E [vacuna viva serotipo Enteritidis], TAD Salmonella VAC T 

[vacuna viva serotipo Typhimurium]), FORT DODGE (Poulvac iSE [vacuna inactivada 

serotipo Enteritidis]); Hipra (Hipratifus [vacuna inactivada serotipo Enteritidis]) y 



INTRODUCCIÓN 
 

 

22 
 

Merial (Gallivac SE [vacuna viva serotipo Enteritidis], Gallimune SE+ST [vacuna 

inactivada serotipos Enteritidis + Typhimurium]). 

 

1.1.2.1.15. Cólera Aviar  

 

Enfermedad causada por Pasteurella multocida, cuya transmisión fundamental y más 

importante es por el contacto directo entre las aves infectadas, vía respiratoria  

(Christensen et al., 2000; Leotta et al., 2006; Mbuthia et al., 2008). Los roedores pueden 

actuar como vectores de la enfermedad contaminando el agua o el pienso, lo que resulta 

muy importante el control de los mismos. La gravedad del cuadro clínico depende de 

factores asociados al hospedador (especie y edad de las aves), de condiciones 

medioambientales y de las características de la cepa responsable (Christensen et al., 2000; 

Mbuthia et al., 2008). 

En su forma aguda, las aves afectadas presentan una marcada depresión, fiebre, 

anorexia, diarrea, disnea, plumas erizadas e inflamación y cianosis de cabeza y barbillas. 

En la crónica, se produce un engrosamiento edematoso de las barbillas, cojeras, caquexia 

e incluso una disminución del porcentaje de puesta del 5-15% (Christensen et al., 2000; 

Shivachandra et al., 2005; Woo y Kim, 2006; Mbuthia et al., 2008). 

Las pérdidas económicas son cuantiosas ya que las aves que padecen la forma 

crónica, mantienen su nivel de puesta por debajo de la curva estándar durante todo el 

ciclo. También hay que destacar las pérdidas originadas por la mortalidad, así como los 

costes en medicamentos. 

Para luchar contra la enfermedad es muy importante extremar las medidas 

profilácticas y, en los lugares donde aparezca de forma enzoótica se recomienda la 

vacunación mediante autovacunas. 

 

 

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

23 
 

1.1.3.  Colibacilosis: consideraciones generales  

 

1.1.3.1.  Importancia de la colibacilosis 

 

Según la segunda edición del manual Bergey (Garrity et al., 2004), el género 

Escherichia está encuadrado dentro del Filum Proteobacteria, en la Clase 

Gammaproteobacteria, Orden Enterobacteriales, incluido en la Familia Enterobacteriaceae.  

Escherichia coli (E. coli) es la especie tipo del género Escherichia (Blanco et al., 2002; 

Barnes et al., 2003), cuyas características generales son las siguientes:  

- Bacilos Gram negativos, catalasa positivos y oxidasa negativos. 

- No formadores de esporos. 

- Anaerobios facultativos, con un amplio rango de Tª de incubación. 

- Inmóviles o móviles mediante flagelos perítricos. 

- Necesidades nutricionales sencillas.  

 

E. coli es la especie bacteriana predominante de la microbiota normal aerobia y 

anaerobia facultativa del aparato digestivo de la mayor parte de los animales y del 

hombre (Margall et al., 1997; Schroeder et al., 2004; Todar, 2008) y por tanto, se elimina 

por las heces al exterior.  

Se trata, dependiendo de los serotipos, de una de las zoonosis alimentarias más 

frecuentes e importantes en el hombre debido a la gravedad de los cuadros clínicos y al 

número de afectados, pudiendo suponer un grave riesgo para la salud pública.  

En el hombre, la colibacilosis entérica se produce por la penetración de E. coli a 

través de los alimentos permaneciendo en el epitelio intestinal causando, en general, 

cuadros de diarrea que en casos más graves pueden evolucionar a disentería, colitis 

hemorrágica (CH), el síndrome urémico hemolítico (SUH) e incluso a púrpura 

trombocitopénica (PTT) (Schroeder et al., 2004). Estas cepas, constituyen la principal 

causa de infecciones urinarias (ITU), meningitis neonatales, septicemias, peritonitis, 

mastitis, neumonía, etc (Blanco et al., 2002; Schroeder et al., 2004; Todar, 2008). 



INTRODUCCIÓN 
 

 

24 
 

La importancia de la colibacilosis en animales radica en las grandes pérdidas 

económicas que se generan debido a la disminución de determinados parámetros 

productivos, pérdida de peso, aumento en los índices de conversión y de la mortalidad y 

por los elevados costes de los tratamientos (Blanco et al., 1991, 1993, 1996; La Ragione et 

al., 2002).  

En los animales la colibacilosis entérica da lugar a importantes cuadros de diarrea en 

el ganado bovino, porcino, ovino, perros y conejos. La colibacilosis extraintestinal puede 

producir ITU y septicemias en perros y gatos, septicemias neonatales en rumiantes y 

ganado porcino, abortos en el ganado bovino,  infecciones respiratorias y septicémicas en 

aves, y otras como peritonitis, mastitis, infecciones pulmonares y de heridas (Blanco et 

al., 2002). 

 El criterio que se ha utilizado durante muchos años para diferenciar los E. coli 

patógenos de los comensales, ha sido la determinación del antígeno somático, pero ha 

sido necesario conocer la fórmula antigénica completa, así como la determinación de 

otras características de virulencia, para considerar a una cepa como patógena. (Margall et 

al., 1997; Delicato et al., 2003; Mellata et al., 2003; Ewers et al., 2005; OIE, Terrestrial 

Manual, 2008; Todar, 2008). 

Las cepas patógenas de E. coli se engloban en diferentes grupos o categorías, con 

unas características y mecanismos de virulencia determinados que actúan conjuntamente 

para potenciar su patogenicidad, produciendo infecciones y síndromes diferentes 

(Blanco et al., 2002).  Estos grupos son: 

 

1.1.3.1.1. E. coli enteropatogénico (ECEP) 

 

La clasificación de las cepas de ECEP comprende aquellas que causan la lesión de 

adhesión y borrado (A/E-attaching and effacing) de las microvellosidades de los 

enterocitos  (Margall et al., 1997) y que no producen VT (Levine et al., 1987) ni poseen 

capacidad invasiva in vivo (Figura 2). La adhesión a células intestinales está relacionada 

con la expresión de la fimbria BFP (Bundle Forming Pilus), necesaria para la producción 

de diarrea.  

En el hombre se produce una diarrea líquida con mucosidad acompañada de 

vómitos y fiebre. Es frecuente en los países desarrollados y en los países en vía de 



INTRODUCCIÓN 
 

 

25 
 

desarrollo. Se considera como una de las principales causas de diarrea infantil, afectando 

a niños menores de 2 años (Margall et al., 1997; Nataro et al., 1998). 

Los rumiantes, especialmente la especie bovina, representan un importante 

reservorio de cepas de ECEP. En pequeños rumiantes la mayoría de las cepas de ECEP se 

han aislado de corderos y cabritos y en cerdos afecta tanto a los lechones recién nacidos 

como a los que están en periodo de destete (Cortés, 2007). 

Las cepas que causan diarreas en conejos también provocan lesiones de “adhesión y 

borrado” y pertenecen a un número reducido de serotipos que son totalmente diferentes 

a los encontrados en los aislados humanos, así como las adhesinas. Las enteritis causadas 

por cepas de ECEP constituyen la principal causa de mortalidad y morbilidad en conejos 

destetados y lactantes en Europa (Cortes, 2007).  

También se han descrito cepas de ECEP causantes de diarrea en perros y al igual 

que en el caso anterior, los serotipos de las cepas de ECEP presentes en perros son 

distintos a los encontrados en las cepas de ECEP humanas y de conejos (Beutin, 1999; 

Blanco et al., 2002). 

 

Figura 2. Esquema de los mecanismos que dan lugar a la lesión de adhesión y borrado 

(Yuste, 2006) 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

26 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

1.1.3.1.2. E. coli enterotoxigénico (ECET) 

 

Junto con ECEP son los patógenos responsables de la diarrea del viajero o de origen 

alimentario por alimentos importados, muy frecuente en países subdesarrollados (Todar, 

2008). Se adhiere a la mucosa del intestino delgado, no la invade, y se produce la 

liberación de enterotoxinas (termolábil “LT” y termoestable “ST”), responsables del 

cuadro clínico. En el hombre se produce una diarrea líquida profusa, sin sangre ni 

material purulento y ausencia de fiebre (Margall et al., 1997).  

Las fimbrias responsables de la adhesión de los ECET son específicas de 

hospedador, por ello, las cepas causantes de diarrea en humanos son diferentes a las 

aisladas en animales. Por ejemplo la fimbria K-88 se ha detectado en aislados de origen 

porcino, K-99 en terneros y corderos y CFAI y CFAII en aislados humanos (Todar, 2008). 

En animales es muy frecuente, afecta a individuos jóvenes y recién destetados, 

ocasionando importantes pérdidas económicas en el ganado bovino, ovino, caprino y 

porcino (Blanco et al., 1991, 1993, 1996).  

Es la primera causa de diarrea en rumiantes y la enfermedad más importante en 

cuanto a mortalidad en neonatos. La forma septicémica afecta a animales entre 2-5 días 



INTRODUCCIÓN 
 

 

27 
 

de edad, cursando de modo sobreagudo con diarrea profusa, síndrome febril intenso, 

elevada mortalidad y sintomatología nerviosa. 

En el ganado porcino es responsable de la diarrea neonatal en lechones y 

enfermedad del edema. Esta última se debe a cepas que además de producir 

enterotoxinas sintetizan la verotoxina VT2v, responsable de alteraciones neuronales 

(Blanco et al, 2006). También pueden provocar infecciones urinarias, sistémicas y 

mastitis. 

 

1.1.3.1.3. E. coli enteroinvasivo (ECEI) 

 

El grupo ECEI y Shigella spp. se encuentra relacionado genética y bioquímicamente. 

Se asocia fundamentalmente con brotes de origen alimentario por alimentos importados 

(Margall et al., 1997), siendo responsables de la “diarrea del viajero”. El mecanismo de 

patogenicidad de ECEI es la invasión del epitelio del colon, sin producción de toxinas LT 

y ST, dando lugar a una diarrea disenteriforme acuosa que se manifiesta con sangre y 

mucosidad en heces acompañado de fiebre y dolor abdominal (Todar, 2008). En algunos 

casos sólo se produce diarrea, siendo dificil diferenciarla de la producida por ECET 

(Rodríguez-Angeles, 2002). 

 

1.1.3.1.4. E. coli enteroagregativo (ECEA) 

 

La infección por ECEA se ha asociado con la diarrea infantil en países en vías de 

desarrollo, puede causar brotes o casos aislados de diarrea persistente (Rodríguez-

Angeles, 2002).  ECEA son E. coli que presentan un tipo de fimbrias que les permiten 

adherirse de un modo agregativo (Todar, 2008) a la mucosa del intestino grueso y 

delgado, produciendo un aumento de la secreción de mucus que atrapa a las bacterias y 

que permite su autoaglutinación en una fina película en el epitelio intestinal. 

Posteriormente estas bacterias liberan la enterotoxina termoestable, ST, responsable del 

cuadro clínico y de las lesiones histopatológicas a nivel intestinal (Blanco et al., 2002). Se 

trata de una diarrea persistente acuosa, mucoide e incluso sanguinolenta, de más de 14 

días de duración.  



INTRODUCCIÓN 
 

 

28 
 

1.1.3.1.5. E. coli verotoxigénico (ECVT) 

 

El grupo de ECVT son importantes patógenos emergentes, que causan patologías 

muy severas en los seres humanos, su nombre se debe a la producción de las verotoxinas 

(Cortés, 2007; Todar, 2008) activas sobre células Vero.  

Existen dos tipos de verotoxinas (VT), VT1 y VT2 con diversas variantes entre las 

que se encuentra VT2e responsable de la enfermedad de los edemas en el ganado 

porcino (Ramirez et al., 1999). VT1 es casi idéntica a la toxina de Shigella dysenteriae tipo 1. 

Los rumiantes pueden actuar como portadores asintomáticos de cepas de ECVT 

potencialmente patógenas para el hombre (Blanco et al., 2002; Cortés, 2007).  Se han 

aislado ECVT en otras especies animales como en ganado porcino, gatos y perros (Beutin 

et al., 1993), sin embargo la frecuencia de aislamiento (7,5%; 13,8% y 4,8% 

respectivamente) ha sido inferior a la obtenida en rumiantes.  

 

1.1.3.1.5.1.  E. coli como agente zoonósico: importancia de los 

animales como reservorio de ECVT 

 

La Organización Mundial de la Salud (OMS) define como zoonosis a las 

enfermedades e infecciones que se transmiten de un modo natural entre personas y 

animales vertebrados. En el caso de la colibacilosis, la verdadera importancia como 

zoonosis reside en determinados serotipos de ECVT responsables de toxiinfecciones 

alimentarias en el ser humano (Barnes et al., 2003).   

Dentro de los serotipos de ECVT, sólo los denominados colectivamente E. coli 

enterohemorrágicos (ECEH), como el O157:H7 ó H-, O26:H11, O111:H-, O145:H-, 

O45:H2, O128:H-, O4:H-, O103:H2 son los responsables de los cuadros clínicos más 

graves (Beutin et al., 1993; Margall et al., 1997).  

El serotipo O157:H7 es el más importante dentro de este grupo, vinculándose 

frecuentemente con infecciones humanas en todo el mundo, provocando numerosos 

brotes de colitis hemorrágica especialmente en Canadá, EE.UU., Japón y el Reino Unido 

(Blanco et al., 1997; Karmali, 1989; Blanco et al., 2003). En España, los casos esporádicos 

de infecciones intestinales por ECVT O157 son relativamente frecuentes y se han 



INTRODUCCIÓN 
 

 

29 
 

producido algunos brotes causados principalmente por el serotipo O157:H7 (Blanco et al., 

2003). 

En los rumiantes, la población de ECVT forma parte de la microbiota saprofita del 

intestino (Rashid et al., 2007) actuando como principal reservorio de ECEH O157:H7 para 

el hombre (Beutin et al., 1993, Blanco et al., 1996b; Radu et al., 2001; Feder et al., 2003; 

Cortés, 2007). También se han aislados E. coli O157:H7 en heces procedentes de ganado 

porcino (Feder et al., 2003). 

Los programas nacionales de vigilancia tienden a concentrarse en el serotipo 

O157:H7, las infecciones en el hombre se presentan con mayor frecuencia como brotes de 

transmisión alimentaria en comunidades tales como familias, colegios, guarderías y 

residencias de ancianos (Cortés, 2007).  

El nivel de contaminación es directamente proporcional con el nivel de infección 

intestinal, excreción fecal y la higiene. La contaminación puede ocurrir durante las fases 

de ordeño o el sacrificio y procesado de las canales (Cortés, 2007). Suele derivar del 

consumo de hamburguesas y derivados cárnicos poco cocinados (Beutin et al., 1993; 

Margall et al., 1997; Radu et al., 2001; Blanco et al., 2003; OMS 2007) También se han 

descrito brotes por el consumo de leche no pasteurizada, queso elaborado con leche 

cruda (Espie et al., 2006), frutas, espinacas y lechugas, yogur, bebidas (sidra y zumos de 

manzana), agua contaminada (OMS, 2007; Söderström et al., 2008) y transmisión entre 

personas (Margall et al., 1997).  

En el hombre, la CH se caracteriza por un cuadro severo de dolor abdominal y 

diarrea sanguinolenta. Aproximadamente el 10% de los pacientes pueden sufrir 

complicaciones y desarrollar el SUH donde se produce el cuadro anterior junto con una 

infección renal, incluso coma y muerte. La progresión de este síndrome es la PTT en la 

que se produce además una infección del sistema nervioso central (Margall et al., 1997). 

Se han realizado diversos estudios sobre la prevalencia de ECVT en ganado bovino 

y ovino, la mayoría de ellos centrados en el serotipo O157:H7 demostrando que la 

excreción de ECVT puede estar influenciada por factores como la edad, dieta, estrés, 

alojamiento y efectos estacionales (Cortés, 2007). La prevalencia descrita en vacuno en 

cuanto a la detección de ECVT varía enormemente de acuerdo con el país y el método 

de detección (los basados en PCR dan valores superiores) siendo del 0,1-63% en los 



INTRODUCCIÓN 
 

 

30 
 

animales y en los rebaños oscila entre el 0,3-87% (Blanco et al., 1993; Beutin et al., 1993; 

Margall et al., 1997; Cortés, 2007).  

Una de las causas por las que el ganado bovino es portador asintomático de ECVT, 

es que carece de receptores para las VT en las células endoteliales de los vasos de la 

mucosa intestinal, a diferencia de la especie humana (Pruimboom-Brees et al., 2000). 

Los terneros pueden adquirir ECVT de sus madres en el nacimiento, a partir de otros 

animales y del ambiente. 

A pesar de que las cepas aviares patógenas representen un bajo riesgo de 

enfermedad para el hombre (1-50% de los aislados son ECEH no O157), se ha podido 

demostrar que los pollos son susceptibles de ser colonizados por el serotipo O157:H7. 

Por tanto, podrían actuar como hospedadores y posible reservorio para el hombre 

(Beery et al., 1985; Barnes et al., 2003).  

Se han estudiado similitudes entre cepas patógenas de E. coli aviares (APEC) y de 

origen humano, responsables de infecciones extraintestinales, sugiriendo que las cepas 

aviares podrían actuar como agentes potencialmente zoonósicos (Dho-Moulin et al., 

2007). 

Existen referencias en cuanto a la presencia de cepas de ECVT en palomas, lo que las 

convierte en un reservorio natural y un riesgo sanitario para el hombre (Barnes et al., 

2003). En Escocia, ha sido posible vincular epidemiológicamente cepas de E. coli O157:H7 

de terneros y gansos salvajes que vivían en contacto (Synge, 2000). 

Hay estudios que indican que los aislados APEC podrían resultar patógenos para 

los mamíferos (Jonson et al., 2006; Skyberg et al., 2006) y referencias en las que cepas 

humanas y aviares presentan similitudes o comparten serotipos y factores de virulencia 

(Siek et al., 2005b; Dho-Moulin et al., 2006), sugiriendo que los APEC podrían actuar 

reservorio de factores de virulencia para los seres humanos. 

 

 

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

31 
 

1.1.3.2. Colibacilosis aviar 

 

Es una enfermedad muy importante en la avicultura de puesta ya que supone un 

serio problema en relación con la salud animal, por ser una de las principales causas de 

enfermedad, mortalidad y pérdidas económicas en las granjas avícolas de puesta (Ewers 

et al., 2004; Johnson et al., 2004; Vandekerchove et al., 2004a). Este hecho se debe a la 

frecuencia con la que se presenta y a la disminución de índices productivos y de 

bienestar animal. (Dho-Moulin et al., 1993; Gyles et al., 1993; Gross et al., 1994; Barnes et 

al., 2003; Vandekerchove et al., 2004c; Monroy et al., 2005; Ask et al., 2006). 

 

1.1.3.2.1. Antecedentes y estado actual 

 

Desde finales del siglo pasado se conoce la capacidad de E. coli de producir 

enfermedades en las aves domésticas. En 1885, Theodor Escherich consiguió aislar E. 

coli en muestras clínicas humanas, denominándolo inicialmente como Bacterium coli 

commune (Blanco et al., 1996; Todar, 2008). 

En 1894, Lignieres describió una enfermedad en gallinas causada por E. coli y se 

confirmó, mediante estudios in vivo, su patogenicidad en las aves. En 1897 se detectan 

casos de pericarditis en pollos y pavos, con aislamientos de E. coli en algunos casos. 

Claussen, en 1907, concluyó que en determinadas condiciones E. coli podría 

atravesar la pared intestinal, adquiriendo factores que le confirieran virulencia y causar 

septicemias en gallinas (Sojka et al., 1961). Esto ocurría especialmente cuando las 

defensas del animal disminuían como consecuencia de enfermedades, situaciones de 

hambre, sed, frío, malas condiciones de ventilación, etc. Es decir, ya se puntualizaba 

sobre la importancia de las medidas de bioseguridad deficientes y los factores 

predisponentes en el desarrollo de la colibacilosis.  

En 1947, Kauffmann propone una forma de diferenciar las cepas de E. coli en base a 

la determinación de los antígenos de superficie. Esta forma de clasificación resultó muy 

útil en los estudios epidemiológicos y de patogénesis de E. coli, facilitando la 

diferenciación entre cepas virulentas e inocuas. Estudios realizados por Gross (1958) y 



INTRODUCCIÓN 
 

 

32 
 

Sojka (1961) pusieron de manifiesto la importancia de determinados serotipos (O1, O2 

y O78) en la virulencia de las cepas aviares. 

Sin embargo, la elevada diversidad de serotipos implicados en los cuadros clínicos 

de colibacilosis ha hecho necesario el desarrollo de nuevas técnicas que indiquen el 

grado de virulencia de las cepas, mediante la determinación de genes de virulencia 

(Ewers et al., 2004, 2005). La virulencia designa el carácter patogénico de un 

microorganismo, es decir, su capacidad de causar enfermedad. 

Estudios realizados en la década de 1980 sobre los mecanismos de patogenicidad de 

E. coli confirman la teoría en la se defiende que aquellas cepas de la microbiota normal 

intestinal que presenten determinados factores de virulencia serían las responsables de 

provocar enfermedad (Morris et al., 1985; Blanco et al., 1991).  

Hasta mediados de la década de 1990, la gran mayoría de los estudios sobre 

colibacilosis se centraban en la producción de broilers (producción avícola de carne). Es a 

partir de entonces cuando se decide ampliar el estudio de esta enfermedad por las 

grandes pérdidas ocasionadas en el sector avícola de puesta (Vandekerchove et al., 

2004c).    

A pesar de la importancia de la enfermedad, se desconocen muchos de los 

mecanismos de virulencia de las cepas aviares de E. coli (Johnson et al., 2004). En años 

recientes se han descubierto varios genes implicados en mecanismos de virulencia de la 

bacteria, adquiriendo los E. coli patógenos aviares la denominación específica de APEC, 

Avian Pathogenic Escherichia coli (da Silveira et al., 2002). 

 

1.1.3.2.2. Epidemiología de la colibacilosis 

 

La mayor parte de los cuadros clínicos de colibacilosis son de origen respiratorio 

(Dho-Moulin et al., 2007), aunque no se descarta que algunos sucedan al atravesar las 

bacterias la pared intestinal (Blanco et al., 1996a, 2002; Ewers et al., 2004). La mayor parte 

de los brotes de colibacilosis suelen ocurrir en el periodo de pico de puesta donde la 

mortalidad acumulada puede llegar a superar valores al 10% (Vandekerchove et al., 

2004a, 2004b). 



INTRODUCCIÓN 
 

 

33 
 

La colibacilosis suele ser considerada como una enfermedad secundaria, originada 

por un estado de  inmunodepresión debida a enfermedades, como la Bronquitis 

Infecciosa, Newcastle, Micoplasmosis (Brée et al., 1989; Nakamura et al., 1992; 

Kariyawasam et al., 2002; La Ragione et al., 2002; Barnes et al., 2003; Mellata et al., 2003) o 

la Enfermedad de Gumboro (Nakamura et al., 1990). La presencia de lesiones primarias, 

como daños en los cilios traqueales y alteraciones en el sistema respiratorio, facilitaría la 

entrada, colonización y diseminación secundaria de E. coli.  

Además de un origen infeccioso, pueden existir otros factores (Tabla 1) que 

incrementan la susceptibilidad de las aves para padecer una infección por E. coli (Barnes 

et al., 2003). También puede haber factores capaces de disminuir dicha susceptibilidad 

como factores inmunológicos (inmunidad activa y pasiva, adición de 

inmunoestimulantes), fisiológicos (genética, aves adultas, hembras, estrés moderado, etc) 

y nutricionales (aporte de proteínas, vitamina A, D, C y E, -carotenos, selenio, etc). 

 

Tabla 1. Factores predisponentes para el desarrollo de una infección por E. coli (Barnes et 

al., 2003) 

FACTORES PREDISPONENTES 

VIRUS 

Adenovirus Aviar, Pneumovirus Aviar, Anemia Infecciosa, Enteritis 

Hemorrágica, Bronquitis Infecciosa, Enfermedad de Gumboro, 

Laringotraqueitis Infecciosa, Influenza Aviar, Enfermedad de Marek, 

Enfermedad de Newcastle 

BACTERIAS 
Bordetella avium, Clostridium perfringens, Mycoplasma gallisepticum, Mycoplasma 

meleagridis, Mycoplasma synoviae. 

PARASITOS 
Ascaridia dissimilis, Ascaridia galli, Eimeria brunetti, Eimeria tenella, 

Cryptosporidium baileyi, Histomonas meleagridis, D. gallinae. 

AMBIENTALES 

Agua contaminada, exceso de partículas de polvo, restricciones de agua y/o 

comida, ventilación inadecuada, acúmulo de gases, temperaturas extremas, 

exceso de ruido, superpoblación, etc. 

FISIOLOGICOS Edad, periodo de pico de puesta, estrés, picaje, nerviosismo. 

 

Todos estos factores conllevan a una situación óptima para el desarrollo y 

transmisión de la colibacilosis (Sojka et al, 1961; Dho-Moulin y Lafont, 1982; Rosenberg et 

al., 1985; Smith et al., 1985; Brée et al., 1989; González et al., 1990; Leitner et al., 1992; 



INTRODUCCIÓN 
 

 

34 
 

Nakamura et al., 1992; Dho-Moulin 1993; Gross 1994; Buxadé et al., 2000; La Ragione et 

al., 2002). 

Además de ser considerada una enfermedad secundaria, autores como Nakamura et 

al., (1992), Gross, (1995), Barnes et al., 2003; Vandekerchove et al, (2004a, 2004c) y Ask et 

al., (2006), describen la colibacilosis aviar como una entidad propia, defendiendo a E. coli 

como un agente patógeno primario. Se trataría de una enfermedad septicémica 

caracterizada por una mortalidad aguda y presencia de poliserositis, sin afectación en la 

producción y calidad de los huevos. Vandekerchove et al., (2004a), lograron reproducir 

experimentalmente la enfermedad en aves libres de microorganismos patógenos 

específicos (SPF) mediante inoculación por aerosol de E. coli en sacos aéreos y también 

oralmente, determinando que los brotes de elevada mortalidad no se encuentran 

relacionados necesariamente con otras enfermedades predisponentes.  

Numerosos autores hacen referencia al origen cloacal de las cepas patógenas 

causantes de septicemias en aves (Sojka et al., 1961, 1965; Morris et al., 1985; Whittam et 

al., 1988; Frommer et al., 1990; Dozois et al., 1992, Leitner y Seller, 1992; Nakamura et al., 

1992; Dozois et al., 1994; Blanco et al., 1996c, 1997; Vidotto et al., 1997; Wooley et al., 1998; 

Dho Moulin et al., 1999). Las cepas patógenas presentan unas características diferenciales 

que no siempre poseen los aislados comensales ni aquellas cepas con baja o escasa 

patogenicidad. Hay estudios en los que se indica que el 10-15% de la población de 

bacterias coliformes intestinales pertenece a serotipos patógenos (Barnes et al., 2003). 

Las cepas patógenas pueden diseminarse ampliamente por la formación de 

aerosoles a partir de las heces contaminadas y adherirse a las células del  epitelio del 

tracto respiratorio superior mediante fimbrias F1, iniciándose la colonización bacteriana 

(Dozois et al., 1994; McPeake et al., 2005).  

En las aves, las zonas de intercambio de oxígeno de los sacos aéreos y de los 

pulmones son dos puntos altamente susceptibles a la colonización e invasión bacteriana 

debido a la inexistencia de macrófagos alveolares que puedan contener la infección a este 

nivel y a que la barrera existente entre la región capilar aérea y la sangre es 

extremadamente fina (Blanco et al., 1996c; Mellata et al., 2003). Posteriormente se produce 

la diseminación de E. coli por el torrente circulatorio y la colonización de órganos 

internos, gracias a la capacidad de adhesión mediada por fimbrias P (que se expresan en 

el tracto respiratorio inferior y en los órganos internos), es decir, en fases más avanzadas 

de la infección (Barnes et al., 2003; McPeake et al., 2005; Monroy et al., 2005). 



INTRODUCCIÓN 
 

 

35 
 

1.1.3.2.3. Sintomatología y lesiones  

 

La característica clínica más importante de la colibacilosis aviar es la colisepticemia y 

se produce por la afectación de numerosos órganos internos como el corazón, hígado, 

bazo, ovario, etc. (Gross y Siegel, 1959; Sojka y Carnaghan, 1961; Nagi y Mathey, 1972; 

Piercy y West, 1976; Gross y Domermuth, 1980; Shane, 1981; Morley y Thomson, 1984; 

Randall et al., 1984; Filali et al., 1988; Gross, 1991; Gross et al., 1994; Barnes et al., 1997; 

Dho-Moulin et al., 1999; Buxadé et al., 2000; Chansiripornchai et al., 2001; Ewers et al., 

2003; Jordan et al., 2005; Landman et al., 2006; Dho-Moulin et al., 2007). 

Existe una gran diferencia entre las variedades de E. coli y su habilidad para causar 

enfermedad, entre los dos extremos se encuentran todos los rangos de patogenicidad. 

Los síntomas varían con el lugar preferente de localización de la infección, 

reconociéndose las siguientes formas: 

 

o Forma respiratoria  

 

La colibacilosis aviar, suele iniciarse a nivel del tracto respiratorio. La alteración de 

la mucosa del aparato respiratorio, debida a la acción de determinados agentes, supone 

una importante vía de entrada para E. coli (Barnes et al., 2003; Mellata et al., 2003). 

Cuando E. coli atraviesa la mucosa del tracto respiratorio y alcanza el torrente 

circulatorio, se origina una infección sistémica generalizada o colisepticemia, donde se 

observan (Figuras 3 y 4) lesiones como perihepatitis, peritonitis y pericarditis fibrinosa 

(Blanco et al., 1996a; Kariyawasam et al., 2002; Barnes et al., 2003; Mellata et al., 2003; 

Vandekerchove et al., 2004c; McPeake et al., 2005; Dho-Moulin et al., 2007). 

A nivel respiratorio las lesiones se localizan en la tráquea, pulmones y sacos aéreos, 

pudiendo presentar estos últimos un aspecto opaco y con exudado caseoso de intensidad 

variable (Barnes et al., 2003).  

Suele afectar a animales jóvenes, de forma aguda, alcanzándose valores 

aproximados del 50% de morbilidad y del 5-10% de mortalidad. Entre los síntomas 

clínicos que se manifiestan, se puede observar dificultad respiratoria o disnea 

acompañada de estertores.  



INTRODUCCIÓN 
 

 

36 
 

Figura 3. Perihepatitis y pericarditis fibrinosa por E. coli (cortesía Dr. M. Pizarro) 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 4. Peritonitis fibrinosa debida a una infección por E. coli (cortesía A. Payés, Hipra) 

 

 

 

 

 

 

-  

 

 

-  

-  

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

37 
 

o Forma genital o reproductora 

 

La principal vía de infección del oviducto suele producirse por contaminación fecal 

a partir de la cloaca. También están descritas otras vías de infección como la producida  a 

partir del tracto respiratorio por invasión, diseminación y colonización de órganos 

internos e incluso por el paso de las bacterias a través del lumen intestinal (Landman et 

al., 2006). Se han descrito casos de infecciones ascendentes desde el oviducto a la cavidad 

peritoneal, cursando con peritonitis (Trampel et al., 2007). 

Es una enfermedad crónica y de curso lento, con una mortalidad en torno al 2-3%. 

Los rendimientos productivos de las gallinas ponedoras disminuyen ya que se produce 

una leve caída de la puesta (Vandekerchove et al., 2004c). 

El oviducto presenta una notable congestión y dilatación (Figura 5) de la mucosa 

pudiendo encontrar un contenido purulento en el interior (Blanco et al., 1996a), incluso 

masas caseosas, en animales mayores.  

 

Figura 5. Inflamación y congestión hemorrágica del ovario y oviducto por E. coli (cortesía 

A. Payés, Hipra) 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

38 
 

 

Aunque pueden presentarse de modo independiente (Jordan et al., 2005), la forma 

clínica más frecuente es la combinación de salpingitis con peritonitis (Figura 6). La 

peritonitis suele observarse más en cuadros agudos que en formas crónicas, mientras 

que la salpingitis puede presentarse en ambos casos. 

 

Figura 6. Salpingitis y peritonitis fibrinosa en gallina ponedora producido por E. coli 

(Cortesía Dr. M.Pizarro) 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Otras presentaciones menos frecuentes de la colibacilosis son: 

 

 Enteritis: habitualmente suele existir una lesión primaria a nivel intestinal debido a 

la acción de virus entéricos (Barnes et al., 2003), lo que se convierte en un excelente 

factor predisponerte para E. coli. Se produce una fuerte inflamación del intestino, 

enteritis catarral, acompañada de un engrosamiento de la pared (Vandekerchove et 



INTRODUCCIÓN 
 

 

39 
 

al., 2004c). El principal síntoma es una diarrea severa acompañada de mucosidad 

excesiva.  

 Sinovitis y artritis: se produce una inflamación a nivel de los tendones y 

articulaciones de las aves (Blanco et al., 1996a; Vandekerchove et al., 2004c). Puede 

afectar a los espacios vertebrales causando espondilitis e incluso cursar con parálisis 

(Barnes et al., 2003). Suele producirse tras una colisepticemia y en combinación con 

otros microorganismos, como los pertenecientes a los géneros Staphylococcus (S. 

aureus) y Mycoplasma (M. synoviae). 

 Coligranulomatosis: se presenta ocasionalmente y se caracteriza por la aparición de 

nódulos de tamaño considerable en el hígado, ciego, duodeno y mesenterio (Blanco 

et al., 1996a). Aunque los síntomas y lesiones dependen de la extensión del tejido 

afectado, suele diagnosticarse sólo a través de la necropsia.  

 Onfalitis (infección del ombligo): la infección del huevo en formación se produce 

gracias a la transmisión transovárica (Barnes et al., 2003) generándose una infección 

del saco vitelino y una onfalitis (Blanco et al., 1996a), produciendo un incremento de 

la mortalidad embrionaria.  

 

1.1.3.2.4. Diagnóstico: sistemas de identificación y caracterización de 

aislados de E. coli 

 

El diagnóstico presuntivo de la colibacilosis puede realizarse en función de la 

sintomatología y, aunque las lesiones clínicas son bastante significativas, siempre es 

conveniente realizar la confirmación mediante el análisis microbiológico de las muestras 

tomadas (Landman et al., 2006). 

El diagnóstico diferencial es de vital importancia ya que muchos agentes infecciosos 

como Aerobacter spp., Klebsiella spp., Salmonella spp., Proteus spp., Bacillus spp., han sido 

aislados a partir de lesiones compatibles con colibacilosis. Así, la pericarditis puede 

producirse en infecciones por Chlamydophila spp., y en determinadas condiciones, por 

Pasteurella spp. y Streptococcus spp. M. gallisepticum y Chlamydophila spp. han sido 

aislados a partir de lesiones de aerosaculitis y Pasteurella spp., Salmonella, spp. y 

Streptococcus spp. podrían producir cuadros agudos de septicemia (Barnes et al., 2003). 



INTRODUCCIÓN 
 

 

40 
 

Los sistemas de identificación y tipificación de las cepas de E. coli aviares son muy 

variados y tienen como objetivo fundamental distinguir entre cepas patógenas y no 

patógenas, gracias a la determinación de características de virulencia, así como el 

establecimiento de las relaciones epidemiológicas entre las cepas (Blanco et al., 2002). 

 

 Aislamiento e identificación 

 

Tras la toma de muestras, se procede al aislamiento en medios de cultivo, los más 

utilizados son:  

o Ágar Columbia con 5% de sangre de cordero, excelente medio de cultivo general 

(no selectivo) altamente enriquecido en el que se puede valorar la capacidad 

hemolítica de los microorganismos patógenos, propiedad muy importante desde 

el punto de vista taxonómico (Vandekerchove et al., 2004c; McPeake et al., 2005) 

o  Ágar BHI “Brain heart infusión agar”, medio muy nutritivo excelente para el 

crecimiento y aislamiento de microorganismos exigentes y Ágar Luria-Bertani 

(LB), de gran valor nutritivo y óptimo para el crecimiento y mantenimiento de E. 

coli sobre todo en protocolos moleculares (Ngeleka et al., 1996; Delicato et al., 

2003; Ewers et al., 2005; Mokady et al., 2005; Dho-Moulin et al., 2006). 

o También existen medios de cultivo selectivos diferenciales como el Ágar 

McConkey (Gomis et al, 2001; Radu et al., 2001; Da Silveira et al., 2002; Jeffrey et 

al., 2002; Rodríguez-Angeles, 2002; Barnes et al., 2003; Skyberg et al., 2003; Siek et 

al., 2005; Zhao et al., 2005). Se utiliza fundamentalmente para el aislamiento de 

miembros de la Familia Enterobacteriaceae y diferenciación de E. coli de otros 

patógenos intestinales de la misma familia. Los componentes selectivos lo 

constituye el Cristal Violeta (inhibidor de los microorganismos Gram positivos) 

y las Sales Biliares. 

o Las cepas de E. coli del serotipo O157:H7 presentan unas características 

diferenciales respecto al resto de E. coli: son sorbitol negativas, en medio sólido 

Ágar McConkey sorbitol (Blanco et al., 1996c, 2002; Radu et al., 2001; Rodríguez-

Angeles, 2002; Barnes et al., 2003) y β-glucuronidasa negativas (Margall et al., 

1997; Crespo et al., 1998). Además, crecen en presencia de telurito y cefixima, 



INTRODUCCIÓN 
 

 

41 
 

para ello existe un medio de cultivo denominado Ágar McConkey sorbitol + 

telurito + cefixima (Blanco et al., 2002). 

La identificación a nivel de género y especie suele realizarse con pruebas 

bioquímicas, tras un examen de la morfología y el crecimiento bacteriano (Barnes et al., 

2003).  Alguna de las pruebas que se utilizan con mayor frecuencia son las que 

determinan la producción de Indol a partir del triptófano, la fermentación del ácido 

fórmico (rojo de metilo y Voges-Proskauer) y la utilización del citrato como única fuente 

de carbono (Citrato de Simmons). Estas pruebas constituyen colectivamente el método 

IMVIC “Indol, Rojo de Metilo, Voges Proskauer y Citrato” (Blanco et al., 2002; 

Vandekerchove et al., 2004c). También son importantes para la identificación bioquímica 

de E. coli, pruebas bioquímicas como la hidrólisis de la urea, producción de sulfuro de 

hidrógeno y las pruebas de la lisina y ornitina descarboxilasa. 

Una alternativa a los métodos tradicionales, son los sistemas comerciales 

automatizados, que permiten una identificación rápida y fiable de todas las especies de 

enterobacterias con significación clínica, por ejemplo, los sistemas multisustratos de 

identificación bioquímica (Kariuki et al., 1999; Skyberg et al., 2003) como las Galerías 

API®, API20E, bioMèrieux (Figura 7).  

 

Figura 7. Galería multisustrato para la identificación bioquímica de E. coli 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

42 
 

 Tipificación de las cepas 

 

o Tipificación molecular 

 

Son técnicas moleculares destinadas a la identificación de pequeñas zonas de 

heterogeneidad dentro del cromosoma bacteriano (Old y Threlfall, 1998).  

Con el fin de complementar a los métodos tradicionales de tipificación (serotipado, 

biotipado y fagotipado) se han desarrollado, en los últimos años, una serie de técnicas 

moleculares basadas en la caracterización del genotipo de los microorganismos mediante 

el análisis del ADN cromosómico y plasmídico (Old y Threlfall 1998; Kariuki et al., 

1999b; Garaizar et al., 2000; Liébana et al., 2001). 

Entre los métodos de tipificación basados en la caracterización del ADN plasmídico 

podríamos citar la identificación de plásmidos que contienen genes de virulencia ( Old y 

Threlfall 1998; Kariuki et al., 1999b). Más recientemente, se han desarrollado técnicas 

moleculares destinadas a la identificación de pequeñas zonas de heterogeneidad dentro 

del cromosoma bacteriano (Old y Threlfall 1998). Los métodos basados en el estudio del 

ADN cromosómico utilizados en el presente estudio son: 

 

1. Métodos basados en la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) 

Se fundamentan en la amplificación de secuencias específicas de ADN, con el fin de 

producir grupos de fragmentos característicos dependiendo del origen del molde de 

ADN. Existe un elevado número de técnicas de PCR descritas. Se puede determinar por 

ejemplo, el grado de virulencia de los aislados de E. coli gracias a la detección de genes 

de virulencia (Jeffrey et al., 2002; Delicato et al., 2003; Ewers et al., 2003; Skyberg et al., 

2003; McPeake et al., 2005; Siek et al., 2005), también se pueden determinar serotipos 

como E. coli O157:H7 (Radu et al., 2001), plásmidos de virulencia (Jonson et al., 2006) y 

genes que codifican toxinas (Rodríguez-Angeles, 2002). 

  

2. Electroforesis de campo pulsado (PFGE) “Pulsed Field Gel Electrophoresis” 

Se trata de un método de tipificación genética altamente efectiva para un amplio 

número de especies bacterianas (Tenover et al., 1995). Se ha utilizado como herramienta 



INTRODUCCIÓN 
 

 

43 
 

con la que analizar tanto brotes clínicos como casos aislados para conocer o descartar su 

posible relación filogenética (Davis et al., 2003). También se utiliza para realizar estudios 

de vigilancia epidemiológica (Swaminathan et al., 2001).  

Consiste en una modificación de la electroforesis convencional en gel de agarosa que 

permite el análisis del genoma completo de la bacteria en un único gel. Esta técnica se 

describió por primera vez en 1984 como una herramienta para el estudio del ADN 

cromosómico de los organismos eucariotas (Schwartz y Cantor, 1984). 

En esta técnica se analiza el patrón de restricción de todo el ADN cromosómico 

bacteriano, utilizando endonucleasas de baja frecuencia de corte, que generan un 

número limitado e interpretable de fragmentos (entre 10 y 30) cuyo tamaño oscila entre 

10 y 800 Kb (Maslow et al., 1993). 

En general, el PFGE es una de las técnicas moleculares de tipificación disponible con 

una mayor reproducibilidad y poder de discriminación, lo que hace que sea el método 

de elección en muchas especies bacterianas como Pseudomonas spp., Mycobacterium spp., 

Campylobacter spp., Salmonella spp., etc. (Tenover et al., 1995; Rodríguez-Angeles, 2002; 

Téllez, 2003).  

La interpretación de los geles de PFGE es relativamente complicada y subjetiva, de 

modo que se han publicado unas normas consensuadas (Tenover et al., 1995) para la 

determinación de las variaciones en los perfiles de restricción y su posible relación 

epidemiológica.  

 

o Tificación mediante determinación antigénica 

 

Como el resto de  enterobacterias, el género Escherichia posee varios tipos de 

antígenos principales (Figura 8), que tienen una  clara aplicación diagnóstica, de 

identificación y taxonómica: antígenos somáticos, capsulares, flagelares y fimbriales (Le 

Minor, 1992; D´Aoust, 1997; Old y Threlfall, 1998). 

 

 El antígeno somático (O) o de pared celular es un polisacárido termoestable 

(estable tras calentamiento a 121ºC durante 2 horas) que forma parte del 



INTRODUCCIÓN 
 

 

44 
 

lipopolisacárido (LPS) presente en la membrana externa de la pared celular 

(Blanco et al., 2002).  

 Los antígenos capsulares (K) o de superficie se corresponden con el 

polisacárido capsular que envuelve la pared celular y enmascara el antígeno 

O inhibiendo su aglutinación. Hay 2 variedades, K (L) que se inactiva tras el 

calentamiento a 100ºC durante 1 hora y K (A) para los que son necesarias 

exposiciones a 121ºC durante 2 horas (Blanco et al., 2002).  

 Los antígenos flagelares (H) son proteínas termolábiles, se inactivan por calor 

a 100ºC durante 30 minutos (Blanco et al., 2002).  

 También existen los antígenos fimbriales (F), implicados en la adhesión a las 

células hospedadoras (Barnes et al., 2003). 

 

Figura 8. Principales antígenos de superficie (O, K, H y F) en E. coli                           

(Modificada de Blanco et al., 2002) 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Al igual que en otras enterobacterias, se ha desarrollado un esquema de 

serotipificación llamado de “Kauffman-White” (Kauffmann, 1966). Aunque existen 

numerosas combinaciones teóricas entre los tres tipos de antígenos, tan solo algunas son 



INTRODUCCIÓN 
 

 

45 
 

frecuentes entre las cepas patógenas (Orskov et al., 1992; Blanco et al., 2002) como E. coli 

O157:H7. 

 
Para describir los numerosísimos serotipos de E. coli existentes, se ha diseñado una 

fórmula antigénica consistente en tres partes, que describen, por orden, el antígeno 

somático, el antígeno flagelar capsular y el antígeno flagelar (O: K: H). Estas tres partes 

se separan por dos puntos (:), p.e. el serotipo O2: K1:H6 causante de infecciones urinarias 

en perros.  

 

o Tipificación por patrón de resistencia a antimicrobianos 

 

Es la clasificación de los aislados en función del patrón de sensibilidad o resistencia 

a los agentes antimicrobianos. La acción de dichos agentes debe estudiarse sobre cultivos 

in vitro del microorganismo en cuestión, y, con los datos obtenidos puede planificarse la 

posible utilidad terapéutica del producto ensayado. 

Las técnicas utilizadas son la dilución en microplaca o la técnica de difusión en ágar 

(Barnes et al., 2003; Biarnés, 2006), obteniéndose respectivamente datos de Concentración 

Mínima Inhibitoria (CMI) o de Diámetro de Halo de Inhibición (DHI). 

La Concentración Mínima Inhibitoria (CMI), es la concentración mínima de un 

antimicrobiano capaz de inhibir el crecimiento visible de un microorganismo in vitro. El 

Diámetro de Halo de Inhibición (DHI), es la medida (en milímetros) del halo de 

inhibición del crecimiento producido por un antimicrobiano concreto. 

Actualmente hay una gran cantidad de resistencias, especialmente entre las cepas de 

origen animal y las causantes de infecciones nosocomiales. Por ello, casi siempre resulta 

necesario realizar un antibiograma para poder determinar a qué antimicrobiano es 

sensible o resistente la cepa aislada (Blanco et al., 2002), de ello dependerá el éxito del 

tratamiento (Barnes et al., 2003). 

 

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

46 
 

Pruebas de sensibilidad bacteriana in vitro: 

 

 El método de difusión en ágar (Figura 9) es uno de los más utilizados (Amara et 

al., 1995; Radu et al., 2001; Miles et al., 2006). Se desarrolló en la década de 1940 y 

utilizan discos de papel de filtro seco impregnados con concentraciones 

específicas de agentes antimicrobianos. Así, las bacterias se clasifican en 

sensibles, intermedias o resistentes a cada uno de los antimicrobianos probados. 

Para eliminar o reducir al mínimo la variabilidad de esta prueba, se desarrolló un 

procedimiento estándar en el que se seleccionó el medio ágar Mueller-Hinton 

como medio de cultivo (Radu et al., 2001).  

 

Figura 9. Prueba de sensibilidad bacteriana mediante el método de difusión en ágar. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Varias agencias reguladoras y organizaciones normativas publicaron más tarde 

procedimientos de referencia estándar basados en el método de Bauer-Kirby. 



INTRODUCCIÓN 
 

 

47 
 

Entre los primeros y más ampliamente aceptados están los publicados por la U.S. 

Food and Drug Administration (FDA, 1972) y la OMS (Ericsson y Sherris, 1971). El 

procedimiento fue adoptado por el National Committee for Clinical Laboratory 

Standards (NCCLS, 1997) denominado actualmente como Clinical Laboratory 

Standard Institute (CLSI, 2006) como forma de aceptación general, siendo 

actualizado periódicamente. 

 Método de dilución en microplaca: son técnicas de dilución en medio líquido 

sobre placas con pocillos de fondo en “U”. Permite determinar la CMI, bien 

valorando el crecimiento bacteriano en los diferentes pocillos o por simple lectura 

a través de un visor invertido de espejo. Se trata de un método ampliamente 

utilizado (Van den Bogaard et al., 2001; Zhao et al., 2005).  

 

1.1.3.2.5. Medidas preventivas  y tratamiento  

 

Para prevenir la colibacilosis es imprescindible conocer y eliminar las fuentes de 

contaminación así como evitar factores predisponentes  que contribuyan a la aparición 

de la enfermedad (Barnes et al., 2003; Biarnés, 2006). Estos parámetros, cuando no son 

adecuados, tienen una gran repercusión en el bienestar animal e influyen negativamente 

en la producción, incrementando la susceptibilidad a las infecciones por E. coli (Blanco et 

al., 1996a; 1998; La Ragione et al., 2002). Las normas mínimas de protección de las 

gallinas ponedoras vienen detalladas en el RD 3/2002. 

La prevención de la colibacilosis puede llevarse a cabo mediante el control y 

vigilancia de los siguientes factores fundamentales (Barnes et al., 2003):  

 Manejo: densidad de animales correcta, ventilación eficaz, ausencia de suciedad y 

polvo, retirada periódica de gallinaza, intensidad lumínica y temperaturas 

adecuadas, suministro de agua y pienso, programas de desinfección, 

desinsectación y desratización adecuados (Zhao et al., 2005). El polvo con 

contaminación fecal se considera una de las principales vías de infección y 

diseminación de la enfermedad (Blanco et al., 1996c). 

  Profilaxis y estatus sanitario: debe  minimizarse la incidencia de enfermedades 

como la coccidiosis, bronquitis infecciosa, Enfermedad de Newcastle, Gumboro,  

M. gallisepticum, M. synoviae y micosis (Brée et al., 1989; Nakamura et al., 1992; La 



INTRODUCCIÓN 
 

 

48 
 

Ragione et al., 2002; Mellata et al., 2003) ya que son enfermedades que 

predisponen al desarrollo de la colibacilosis (Zhao et al., 2005). Por tanto, los 

programas de vacunación deben ser los adecuados para la explotación.  

Existen en el mercado distintas vacunas inactivadas frente a E. coli (Ceva, 

Hipra, Syva), pero es importante tener en cuenta que la vacuna sólo protege 

eficazmente frente a las cepas homólogas de E. coli y no frente a cepas 

heterólogas de otros serotipos, quizá debido al elevado número de serotipos 

existentes (Buxadé et al., 2000; Biarnés, 2006). Se sugiere el empleo de una doble 

dosis en fase de recría para lograr una protección duradera, durante todo el 

periodo de puesta. 

Debido a la problemática en cuanto al control de esta enfermedad mediante 

vacunación, se han realizado estudios de valoración de los antígenos óptimos 

para la elaboración de las vacunas, como adhesinas F1 y P, proteína receptora de 

aerobactina y lipopolisacáridos (LPS) obtenidos de la cepa E. coli O78, indicando 

su relevancia a la hora de proteger contra las infecciones del tracto respiratorio 

causada por cepas patógenas de E. coli  (Kariyawasam et al., 2002). 

 Los programas de nutrición: es importante la aplicación de fórmulas 

nutricionales correctas para cada fase de producción, así como un buen 

suministro de pienso a los animales. Un suministro incorrecto del pienso podría 

provocar estrés en los animales favoreciendo la aparición de enfermedades. La 

realización de controles del pienso y materias primas es esencial para garantizar 

una buena calidad (Barnes et al., 2003). 

 La terapia antimicrobiana es una herramienta indispensable para reducir las 

importantes pérdidas ocasionadas por las infecciones por E. coli en la industria 

avícola (Amara et al., 1995; Blanco et al, 1997a; Zhao et al., 2005).  

E. coli posee la sensibilidad característica de las bacterias Gram negativas, siendo 

parte de las cepas sensibles a penicilinas, cefalosporinas, aminoglucósidos, tetraciclinas, 

cloranfenicol, colistina, sulfamidas, trimetoprim y quinolonas (Blanco et al., 2002; Barnes 

et al., 2003).  

Se ha demostrado que varios factores contribuyen a la virulencia de las cepas 

aviares de E. coli, y muchos se encuentran alojados en plásmidos de conjugación de gran 

tamaño. En ellos, también pueden encontrarse genes responsables de resistencias a 



INTRODUCCIÓN 
 

 

49 
 

agentes antimicrobianos, y es posible que el uso de éstos seleccione de manera específica 

las cepas de E. coli que contienen estos plásmidos, aumentando así la persistencia de las 

mismas entre las aves (Johnson et al., 2004).  

Buxadé et al., (2000) señala que los casos de colibacilosis suelen ser recurrentes y los 

lotes deben ser medicados con frecuencia a lo largo de su vida productiva. 

Aparentemente, según algunos autores, la utilización masiva de antimicrobianos junto 

con la práctica habitual de utilizarlos a concentraciones sub-inhibitorias con fines 

profilácticos, ha incrementado considerablemente las resistencias bacterianas (Ginns et 

al., 1996; Blanco et al., 1996a; Vandemaele et al., 2002; Barnes et al., 2003; McPeake et al., 

2005; Zhao et al., 2005; Ask et al., 2006; Biarnés, 2006). Es decir, el empleo inadecuado de 

antibióticos podría considerase como una importante fuente de emergencia, selección y 

diseminación de resistencias (Van den Bogaard et al., 2001; Johnson et al., 2004; Schroeder 

et al., 2004).  

Según la Agencia Española de Medicamentos y Productos Sanitarios (AEMPS), la 

colistina registrada como Colivet® (CEVA), es el único agente antimicrobiano autorizado 

en avicultura de puesta frente a E. coli. También puede ser tratamiento de elección frente 

a Salmonella spp., Haemophilus spp., Pseudomonas aeruginosa y Klebsiella pneumoniaae.  

La colistina o polimixina E es un antibiótico polipeptídico derivado de Bacillus 

colistinus, compuesto hidrosoluble y estable en medios con pH ácido (Sumano y 

Ocampo, 2006). Actúa alterando la permeabilidad de la membrana celular de las 

bacterias, lo que origina una alteración de su metabolismo produciendo la muerte 

bacteriana. También actúa reduciendo la actividad de las endotoxinas bacterianas en los 

líquidos tisulares. 

La utilización de antimicrobianos puede producir el  efecto indeseado de seleccionar 

cepas bacterianas resistentes a los mismos, ya sean o no patógenas. Este fenómeno se 

puede producir sobre bacterias resistentes que de forma natural se encuentren en el 

medio antes de que se produzca el tratamiento antimicrobiano o bien porque se generan 

durante el proceso infeccioso y su tratamiento. Las bacterias responden ante la presión 

selectiva ejercida por los antibióticos de forma que en el nuevo ambiente sólo sobreviven 

los microorganismos más aptos en sentido evolutivo, es decir los más resistentes 

(Johnson et al., 2004; Schroeder et al., 2004). 



INTRODUCCIÓN 
 

 

50 
 

Estas resistencias están codificadas y reguladas a nivel genético y por tanto son 

heredables. Además y debido a los mecanismos de transmisión y recombinación 

genética que poseen los procariotas, estos genes de resistencia pueden diseminarse 

horizontalmente a otras bacterias, multiplicando exponencialmente el riesgo de 

encontrar bacterias patógenas resistentes a los antibióticos en los animales y su entorno. 

 

1.1.3.2.6. Mecanismos patogénicos: principales factores de virulencia en 

los aislados de E. coli aviares 

 

Los APEC están presentes en la microbiota normal del intestino, comportándose 

como patógenos oportunistas. Aprovechan períodos en los que las defensas de los 

animales se encuentran disminuidas para manifestar su acción patógena (Blanco et al., 

1996a, 1996c; Delicato et al., 2003). 

Existen atributos de virulencia en APEC que los diferencia de otros E. coli no 

patógenos, son los factores de virulecia que contribuyen conjuntamente a potenciar su 

patogenicidad.  

La virulencia de E. coli es multifactorial, es decir, depende de la acción combinada 

de numerosos factores o genes de virulencia (Nataro et al., 1998; Blanco et al., 2002; 

Kariyawasam et al., 2002; Siek et al., 2005; Johnson et al., 2004). Estudios genéticos 

demuestran la presencia de numerosas recombinaciones y transferencia horizontal de 

genes, señalando una vez más, la gran diversidad de factores de virulencia (Eliora, 2006).  

Algunos factores son más prevalentes en cepas patógenas de E. coli (Ewers et al., 

2004, 2005; Johnson et al., 2006) pudiendo actuar como marcadores relativos de 

patogenicidad, permitiendo así detectar y caracterizar a las cepas patógenas. Por tanto, 

esta característica podría ser utilizada como herramienta en la prevención de la 

colibacilosis aviar (Dozois et al., 2000; Pfaff-McDonough et al., 2000; Janben et al., 2001; 

Da Silveira et al., 2002; La Ragione et al., 2002; Delicado et al., 2003;  Mellata et al., 2003; 

Skyberg et al., 2003; Ewers et al., 2005). 

Los factores de virulencia pueden agruparse en función del papel que desempeñan 

en la patogénesis (Tabla 2).  

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

51 
 

Tabla 2. Principales grupos de genes de virulencia en APEC (modificada de Siek et al., 

2005b). 

GENES DESCRIPCION 

Genes asociados a plásmidos 

iss** Gen de la supervivencia aumentada en suero. 

iucC Gen del operón aerobactina. 

tsh Gen de la hemaglutinina termosensible. 

cvi** Gen de la inmunidad a Colicina V. 

iroN* Gen del receptor del sideróforo catecol. 

traT** Gen responsable de la resistencia al suero. 

iutA* Receptor para la aerobactina (sistema para la captación de hierro). 

sitA* Sistema de adquisición de hierro. 

* Asociado con sistemas de captación de hierro. 

** Podrían clasificarse como protectinas. 

Genes relacionados con sistemas de captación de hierro 

fyuA Sistema de captación de hierro mediado por yersiniabactina. 

irp-2 Gen asociado a la síntesis del siderófoto yersiniabactina. 

iIreA Codifica una proteína responsable de la captación de hierro. 

feoB Gen implicado en la captación de hierro. 

Adhesinas 

afa Gen que codifica adhesinas afimbriales 

fim Gen que codifica fimbrias de tipo 1 

pap Gen que codifica fimbrias o pili  tipo P (asociados a pielonefritis y cistitis) 

sfa Gen que codifica fimbrias tipo S  

focG Gen que codifica fimbrias tipo F1c (asociados a pielonefritis)  

gafD Gen que codifica fimbrias tipo G. 

bmaE Gen que codifica para adhesinas M 

 

Toxinas 

hly Codifica una proteína que regula la excrección de hemolisina. 

cdtB Codifica la toxina CDT. 

cnf-1 Responsable de la producción del factor citotóxico necrosante. 

 

Aunque todavía existen incógnitas acerca del papel exacto que desempeñan los 

factores de virulencia, hay multitud de referencias en las que se describen los 

mecanismos concretos y su importancia en el desarrollo de la colibacilosis (La Ragione et 

al., 2002; Mellata et al., 2003; Tivendale et al., 2004). Ciertos factores se localizan en el 

cromosoma (Janben et al., 2001; McPeake et al., 2005a) como fimC, papC, responsables de 

factores de adhesión tipo 1 y fimbrias P. También los factores irp2 y fyuA, responsables 



INTRODUCCIÓN 
 

 

52 
 

de sistemas de captación de hierro y los factores asta y vat. Sin embargo, los factores 

considerados de mayor importancia por su mecanismo de acción son plasmídicos 

(plásmido pTJ100, ColV, etc.). Los factores cvi, iss, tsh e iucD, son un ejemplo de ellos (Da 

Silveira et al., 2002; Johnson et al., 2004, 2006).  

Gran parte de los estudios de caracterización de genes de virulencia en APEC, en los 

que se determina la presencia o ausencia de los mismos, incluyen genes como iss, iuc, tsh 

y cvi (Blanco et al., 1996c; Knöbl et al., 2001; La Ragione et al., 2003). 

 Según la bibliografía consultada, estos factores se encuentran vinculados con la 

virulencia de los aislados clínicos y por este motivo, han sido seleccionados en este 

estudio. Además de estos cuatro factores de virulencia, se ha procedido a la 

determinación de fimC, perteneciente al grupo de las adhesinas y por tanto implicado en 

la capacidad adhesiva de E. coli al epitelio respiratorio de las aves; y de fyuA, relacionado 

con los sistemas de captación y liberación de hierro.  

Siguiendo las indicaciones más relevantes halladas en la literatura sobre E. coli aviar, 

los factores de virulencia seleccionados serían aquellos cuya función juega un importante 

papel en la patogénesis de la colibacilosis aviar. 

 A continuación se detallan las principales características de los grupos a los que 

pertenecen los factores de virulencia estudiados. 

 

1.1.3.2.6.1.  Factores implicados en la capacidad adhesiva. 

 

Es posible que se trate de la fase más importante en el desarrollo de las 

colisepticemias aviares. La adherencia de E. coli a células del epitelio respiratorio de las 

aves se produce gracias a unos filamentos proteicos proyectados a lo largo de la 

superficie bacteriana denominados fimbrias o pilli (Blanco et al., 2002; Ewers et al., 2004; 

McPeake et al., 2005).  

La mayoría de las adhesinas posee la capacidad de hemaglutinar eritrocitos de 

diferentes especies animales (Blanco et al., 2002) de modo independiente (específicas de 

cepas patógenas) o sensible a la manosa (suponen el 75% de las cepas de E. coli 

patógenas y otras no patógenas). Aunque se han descrito numerosos sistemas de 

adhesión en E. coli, únicamente detallaremos las más frecuentes en los aislados aviares. 



INTRODUCCIÓN 
 

 

53 
 

Las principales adhesinas identificadas en APEC son las fimbrias de tipo 1, (Delicato 

et al., 2003) que se expresan cuando el patógeno se encuentra en el tracto respiratorio 

superior, pulmones y sacos aéreos de las aves infectadas (La Ragione et al., 2003). Esto 

podría explicar su posible papel en los primeros estadíos de la infección y su relación con 

la virulencia (Dozois et al., 1994; Barnes et al., 2003; Monroy et al., 2003; Skyberg et al., 

2003). En cambio, las fimbrias P parece que juegan un papel más importante en fases 

avanzadas de la infección (Pourbakhsh et al., 1997; La Ragione et al., 2003; Mellata et al., 

2003b). Dozois et al., (1995) comprobaron la inexistencia de receptores para fimbrias P en 

tráquea de pollos, por tanto, no se produciría su adhesión a nivel del tracto respiratorio 

superior. De este modo, se sugiere que podrían participar en la colonización de órganos 

internos favoreciendo el desarrollo de la septicemia (Pourbakhsh et al., 1997). 

Los APEC pueden expresar dos fimbrias tipo 1: tipo 1 y tipo 1-like. Comparten las 

siguientes características (Blanco et al, 1996a): 

1. Se adhieren in vivo e in vitro a células del epitelio respiratorio de pollos y pavos. 

2. Hemaglutinan eritrocitos de cobaya de forma sensible a la manosa. 

3. Están constituidas por cientos de subunidades estructurales repetitivas de peso 

molecular parecido (17-19 KD), gran homología en su secuencia aminoacídica y 

comparten epitopos responsables de sus relaciones inmunológicas. 

4. Presentan unas subunidades menores de 29 KD, idénticas estructural e 

inmunológicamente, situadas en la punta de los filamentos rectilíneos fimbriales y 

actúan como adhesinas entrando en contacto directo con los receptores celulares.  

Otro tipo de adhesinas sin actividad hemaglutinante son las descritas por 

Yerushalmi et al., (1990) como AC/I. Constituyen un subgrupo dentro del grupo de las 

fimbrias S y fomentan la adherencia de E. coli al epitelio intestinal y a las células 

traqueales (Delicato et al., 2003; McPeake et al., 2005).  

 

1.1.3.2.6.2.  Factores implicados es los sistemas de captación y liberación de 

hierro 

 

El hierro resulta limitante para el crecimiento bacteriano. Su baja concentración se 

debe a que un gran porcentaje se encuentra secuestrado en hemoproteinas o en proteinas 



INTRODUCCIÓN 
 

 

54 
 

quelantes del hierro relacionadas con su transporte, como la transferrina o la lactoferrina 

(Blanco et al., 1996a). 

Para la obtención del hierro, los E. coli aviares cuentan con sistemas de captación 

como los mediados por el sideróforo aerobactina (Delicato et al., 2003; Monroy et al., 

2003; Ewers et al., 2004; McPeake et al., 2005) gracias al cual capta y concentra el hierro 

libre. Se trata de un factor claramente vinculado con la virulencia de los aislados (Bolin et 

al., 1986; Skyberg et al., 2003). 

Otro sistema de adquisición de hierro es el mediado por yersiniabactinas. En E. coli, 

los genes responsables de estos sistemas de incorporación forman parte de una isla de 

patogenicidad adquirida mediante transferencia horizontal (Rakin et al., 1995). Este 

hecho ha sido demostrado en humanos y en aves (Schubert et al., 1998, Janssen et al., 

2001). 

 

1.1.3.2.6.3.  Factores implicados en la supervivencia aumentada en el suero 

 

Numerosos estudios hacen referencia a la correlación positiva entre la supervivencia 

aumentada en suero y la virulencia, demostrando la importancia de la presencia del gen 

iss en las cepas patógenas de E. coli (Ellis et al., 1988; Ferreira y Silva, 1991; Wooley et al., 

1992, 1993; Nolan et al., 1992a, 1992b; Ptaff-McDonough et al., 2000; Barnes et al., 2003; 

Delicato et al., 2003; Mellata et al., 2003a; Skyberg et al., 2003; McPeake et al., 2005). Se 

trata de un factor frecuentemente detectado en aislados patógenos de origen aviar 

(Vandekerchove et al., 2005).  

Tras los primeros estadios de la infección, E. coli llega al torrente circulatorio y es en 

esta localización donde debe resistir a la actividad lítica del complemento sérico. Se cree 

que a esta resistencia contribuyen algunos antígenos (O y K) y determinadas proteínas 

presentes en la membrana externa de la pared celular bacteriana (Blanco et al., 1996a; 

Monroy et al., 2003). 

 

 

 

 



INTRODUCCIÓN 
 

 

55 
 

1.1.3.2.6.4.  Producción de colicinas  

 

Las colicinas son sustancias producidas por algunas cepas de E. coli que resultan 

tóxicas para otras cepas de la misma especie e inhiben su crecimiento por competencia 

(Blanco et al., 2002). Por tanto, es posible que las cepas patógena productoras de colicinas 

pudieran tener una mayor persistencia que las cepas avirulentas (Barnes et al., 2003).  

La presencia de este factor se consideraría como un indicador de virulencia (Delicato 

et al., 2003; Vandekerchove et al., 2005). En un estudio realizado con aislados de E. coli en 

Brasil comprobaron que el 89% de las cepas patógenas producían colicinas, frente al 11% 

de las cepas no letales (Blanco et al., 1996a). 

 

1.1.3.2.6.5.  Actividad hemaglutinantetermosensible  

 

El gen responsable, tsh (temperature sensitive hemagglutination), se detecta 

mayoritariamente en los aislados patógenos de E. coli y raramente en los saprofitos 

(Blanco et al., 2002; Delicato et al., 2003; Mellata et al., 2003; Skyberg et al., 2003; McPeake 

et al., 2005; Vandekerchove et al., 2005). La actividad hemaglutinante se realiza a baja 

temperatura (26-30ºC) y se inhibe a 42ºC, de aquí su nombre (Provence et al., 1994; La 

Ragione, 2002).  

Estudios realizados por Maurer et al., (1998), demostraron la presencia del gen tsh en 

el 46% de los aislados clínicos de origen aviar y su ausencia en los aislados obtenidos a 

partir de animales sanos. Dho-Moulin et al., (1998) demostraron que entre todos los 

aislados tsh positivos, el 91% eran patógenos. 

 

 

 

 

 



 
 

 

 

 

 



 
 

57 
 

OBJETIVOS 



 
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



OBJETIVOS 

 

59 
 

En este estudio nos propusimos determinar, como objetivo general, las 

características diferenciales de los aislados clínicos y fecales de E. coli responsables de la 

colibacilosis en gallinas ponedoras. Para ello, nos marcamos los siguientes objetivos 

específicos: 

 

11..  Elaboración y seguimiento de un programa de recogida de muestras para 

maximizar la eficiencia en el aislamiento de E. coli en animales con sintomatología 

y lesiones compatibles con colibacilosis, y desarrollar un estudio comparativo entre 

ambos tipos de muestras. 

 

22..  Procesamiento de las muestras mediante los sistemas de aislamiento e 

identificación bioquímica de E. coli establecidos en nuestro laboratorio. Análisis 

estadístico de los resultados y de las diferencias halladas entre los distintos 

orígenes de las muestras  mediante el test de Fisher.  

 

33..  Determinación del perfil de sensibilidad al antimicrobiano colistina en los aislados 

clínicos. 

 

44..  Análisis de la detección de factores de virulencia mediante PCR: frecuencia de 

detección de cada uno de los factores independientes, cuantificación y posibles 

correlaciones (agrupamiento por patotipos), tanto en aislados clínicos como fecales 

y su posterior estudio comparativo. 

 

55..  Determinación del serogrupo (antígenos somáticos) en aislados clínicos.  

Establecimiento de posibles correlaciones entre los serogrupos y los patotipos 

detectados en aislados clínicos. 

 

66..  Caracterización molecular de los aislados clínicos y fecales mediante la técnica de 

Electroforesis en Campo Pulsado (PFGE). Posibles correlaciones entre los 

pulsotipos con  los serogrupos y patotipos detectados en aislados clínicos. 

 

77..  Estudio de los brotes de colibacilosis mediante las técnicas de PCR, determinación 

del antígeno somático y PFGE. 



 
 

 



 

61 
 

MATERIAL Y MÉTODOS 



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

63 
 

3.1. PROTOCOLO DE AISLAMIENTO 

 

3.1.1.  Muestras estudiadas 

 

Para la realización del presente trabajo se analizaron muestras procedentes de 

órganos internos de gallinas ponedoras de la especie Gallus gallus, que, en todos los 

casos, presentaban lesiones compatibles con colibacilosis. También se analizaron 

muestras de origen fecal de animales aparentemente sanos (hisopos cloacales, muestras 

de gallinaza y heces de matadero). Todas las muestras, a excepción de las procedentes de 

matadero, fueron tomadas de granjas avícolas de producción de huevos situadas en la 

Comunidad Autónoma de Castilla La Mancha. 

 

3.1.1.1. Condiciones de muestreo 

 

Para la obtención de las muestras incluidas en este estudio fue preciso establecer 

contacto con granjas avícolas de producción de huevos. Tras la explicación de los 

objetivos del estudio, los protocolos e instrucciones tanto de recogida como de envío de 

las muestras al laboratorio, se solicitó su colaboración a la hora de remitirnos las 

muestras o de permitirnos ir personalmente a tomarlas.  

Se hizo especial hincapié en la remisión de las muestras, a ser posible, el mismo día 

de su toma. En caso contrario, se almacenarían en refrigeración a 4ºC hasta su envío al 

laboratorio, como máximo 48 horas tras la toma de la muestra.   

Además, se les solicitó cumplimentar un pequeño cuestionario para recabar 

información sobre cada animal muestreado. La Figura 10, reproduce el modelo 

empleado, en el que se solicitaba información sobre el animal, condiciones de 

alojamiento, su estado sanitario, posibles tratamientos administrados, sintomatología 

observada, si se trataba de un brote o un caso aislado y el órgano de procedencia de la 

muestra.  

A cada animal muestreado se le asignaba un número de referencia, correlativo, que 

se hacía constar tanto en el cuestionario como en la muestra. 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

64 
 

El muestreo no puede considerarse aleatorio, sino por conveniencia, ya que ha 

dependido exclusivamente de muestras que pudieran facilitarnos, así como de muestras 

recogidas por nosotros mismos. En cualquier caso, siempre han sido tomadas a partir de 

brotes de la enfermedad. 

La recepción y el procesado de muestras abarcaron el periodo de tiempo 

comprendido entre febrero de 2003 y septiembre de 2006. 

 

Figura 10. Cuestionario utilizado en la recogida de muestras. 

Remitente: Explotación: 

Localización: Código explotación: 

Nave/lote: Edad animal: 

Identificación del animal: Alojamiento: 

Suelo         Jaula         Jaula enriquecida  

Fecha de recogida: Fecha de envío de las muestras: 

Broiler    Recría    Puesta   Reproductoras  

MUESTRAS REMITIDAS: 

ÓRGANOS: 

Pulmón-Sacos aéreos:                                              Ovario-Oviducto: 

(     ) Hisopo                                                               (    ) Hisopo                                

(     ) Contenedor estéril                                           (    ) Contenedor estéril  

Hígado:                                                                       Corazón: 

(    ) Hisopo                                                               (    )  Hisopo  

(    ) Contenedor estéril                                           (    ) Contenedor estéril  

Otros: 

Brote                       

Caso aislado  

LESIONES: 

Sintomatología observada: 

Vacuna E. coli y dosis: 

Edad de vacunación: 

Tratamientos (pienso, agua, inyectable): 

Observaciones: 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

65 
 

3.1.1.2.  Toma de muestras 

 

o Muestras clínicas 

 

Para el desarrollo de este estudio se requería, en primer lugar, la obtención de 

muestras clínicas de animales con sospecha de colibacilosis. 

Las granjas de producción avícola se ponían en contacto con nuestro laboratorio 

informándonos de la sospecha (por la sintomatología observada, por un incremento de 

la mortalidad, etc) de un brote clínico de colibacilosis y se procedía a la toma de 

muestras.  

Tras sacrificar humanitariamente a los animales, mediante dislocación de las 

vértebras cervicales, se realizó la necropsia y toma de muestras. En ningún caso se 

tomaron muestras a partir de animales encontrados muertos, debido a la posible 

diseminación bacteriana extraintestinal a los distintos órganos y su consiguiente 

contaminación secundaria. Una vez terminada la necropsia, se valoraban las lesiones 

observadas y se procedía a la toma de muestras para la realización del aislamiento de E. 

coli patógenos. El material empleado para enviar las muestras al laboratorio, fueron 

hisopos estériles con vástago de plástico y con medio de transporte Amies, distribuidos 

por Nessler. 

Para llevar a cabo la toma de muestras se siguieron los protocolos de necropsia 

descritos en distintos manuales de avicultura (Maladies des Volailles, 2001; Saif et al., 

2003; Higiene y Patología Aviares, Real Escuela de Avicultura, 2006). 

Para el estudio, siempre se tomaron muestras de órganos que presentaran lesiones 

compatibles con colibacilosis. Las lesiones más frecuentemente observadas fueron: 

perihepatitis, pericarditis, salpingitis, ovaritis y peritonitis.  

Las muestras se procesaban el mismo día de la toma, y de no ser posible, se 

almacenaban en refrigeración a 4ºC hasta su envío al laboratorio, en un periodo máximo 

de 48 horas. 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

66 
 

o Muestras fecales 

 

Los sistemas de recogida de muestras fecales fueron los siguientes: 

 

1. Muestras de gallinaza recogidas en naves de puesta 

 

Se define gallinaza como un subproducto muy heterogéneo formado por heces, 

plumas, descamaciones y pienso de las gallinas. El sistema de recogida en las naves se 

lleva a cabo mediante un sistema de cintas situadas bajo las jaulas donde se encuentran 

los animales. Estas cintas recorren longitudinalmente las naves terminando por 

depositar la gallinaza en una cinta trasversal a todas las naves que finaliza en un 

almacén donde se acumula hasta su retirada. 

Las muestras de gallinaza utilizada para este estudio fueron tomadas del final de las 

cintas recolectoras mediante una espátula depresora de madera estéril (Nessler). Se 

introdujeron en recipientes estériles de 100 ml de volumen (J. D. Catalán, S.L.) 

distribuido por Lab-Center. Cada uno de los recipientes se identificó con el nombre y 

número de la nave de donde se habían tomado, así como la fecha de su recogida. 

 

2. Hisopos cloacales 

 

Para tomar este tipo de muestra se introducía un hisopo por el orificio cloacal de la 

gallina, de donde se recogía la muestra.  

El material empleado eran hisopos con vástago de plástico y con medio de 

transporte Amies, distribuido por Nessler. 

  

3. Muestras de heces tomadas en mataderos 

 

Las muestras de heces procedentes de los mataderos fueron paquetes intestinales 

(tomadas desde los meses de marzo a diciembre de 2003) de siete mataderos distintos y 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

67 
 

siempre se tomaron muestras de tres animales de cada partida de sacrificio. El número 

de muestras procedentes de matadero abarca 79 explotaciones comerciales diferentes. 

Una vez tomadas las muestras, fueron remitidas al laboratorio en refrigeración (4ºC) 

en un periodo de tiempo inferior a 24 horas desde el momento de su recogida hasta su 

procesamiento.  

 

3.1.1.3.  Muestras procesadas 

 

o Muestras clínicas 

 

Se estudiaron un total de 33 brotes clínicos diferentes; los órganos procesados 

presentaban lesiones compatibles con colibacilosis en todos los casos. Se analizaron 238 

animales de los que obtuvimos y procesamos 238 muestras de órganos. Cada muestra se 

correspondía con un animal diferente (Tabla 3): 

 

Tabla 3. Relación del número de muestras clínicas analizadas 

ORIGEN DE LA MUESTRA CLÍNICA NÚMERO DE MUESTRAS ANALIZADAS 

Hígado 
Peritoneo 
Pulmón 
Ovario 

Pericardio 
Bazo 

Médula ósea 
Riñón 

82 
78 
32 
22 
20 
2 
1 
1 

TOTAL 238 

 

 

 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

68 
 

o Muestras fecales 

  

Se procesaron muestras de heces de animales aparentemente sanos. El origen de las 

muestras fue el siguiente: 28 hisopos cloacales de animales diferentes, 36 contenedores 

de gallinaza procedentes de naves en producción sin casos de colibacilosis y 79 muestras 

de heces tomadas en matadero (Tabla 4). 

 

Tabla 4. Relación del número de muestras fecales analizadas 

ORIGEN DE LA MUESTRA FECAL NÚMERO DE MUESTRAS ANALIZADAS 

Heces tomadas en matadero 
Gallinaza de naves de puesta 

Hisopos cloacales 

79 mezclas (procedentes de 237 muestras) 
36 
28 

TOTAL 143 

 

 

3.1.2.  Procesamiento de las muestras 

 

3.1.2.1. Muestras clínicas 

 

Una vez que las muestras recogidas se recibían en el laboratorio, se procesaban el 

mismo día de su llegada siguiendo el procedimiento específico PE/021/ICM registrado 

en el sistema de calidad del Laboratorio de Vigilancia Sanitaria, para la realización del 

ensayo “Investigación de E. coli en muestras de origen aviar” y cuyo esquema se 

muestra en la siguiente figura (Figura 11). 

 

 

 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

69 
 

Figura 11. Protocolo de aislamiento microbiológico de E. coli a partir de las muestras analizadas. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

70 
 

El protocolo de aislamiento microbiológico aplicado a las muestras fue el siguiente: 

 

 Siembra de los hisopos tomados en medios de cultivo sólidos, selectivos y 

cromogénicos (Ágar McConkey, bioMèrieux) e incubación de las placas en atmósfera de 

aerobiosis a una temperatura de 37 ± 1ºC durante 22 ± 2 horas.  

 Una vez transcurrido el tiempo de incubación, se procedió a la selección de 

colonias sospechosas. Seleccionamos una colonia por muestra y se resembró en medio de 

cultivo sólido general Ágar Sangre + 5% de sangre de cordero (bioMèrieux), para la 

obtención de cultivos puros. Estas placas se incubaron a una temperatura de 37 ± 1ºC 

durante 22 ± 2 horas en una atmósfera de aerobiosis. 

Es importante señalar que sólo los aislamientos de E. coli obtenidos en cultivos puros 

se tuvieron en cuenta para este trabajo de investigación.  

A continuación, se procedio a la identificación bioquímica de las colonias 

susceptibles de pertenecer al género Escherichia (ver apartado 3.2.1.). 

 

3.1.2.2. Muestras fecales 

  

o  Muestras de gallinaza tomadas en naves de puesta e hisopos cloacales 

  

Las muestras fueron remitidas al laboratorio siendo procesadas el mismo día de su 

recepción. El protocolo de aislamiento microbiológico fue el mismo que el descrito para 

el procesado de las muestras clínicas. 

 

o Muestras de heces tomadas en mataderos. 

 

Se procesaron un total de 237 muestras de paquetes intestinales. Las muestras se 

recibieron refrigeradas y después de anotar la información de referencia, se pesaron 

cinco gramos de heces que se homogenizaron en bolsa de Stomacher con 45 ml de agua 

de peptona tamponada estéril. 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

71 
 

A partir de estas suspensiones se prepararon las muestras de trabajo, denominadas 

“muestra agregada”, compuestas por volúmenes iguales de las tres muestras 

correspondientes a la misma partida de sacrificio.  

Se obtuvieron un total de 79 muestras agregadas, que fueron analizadas siguiendo el 

protocolo de aislamiento microbiológico descrito para el procesado de las muestras 

clínicas. 

 

3.1.2.3. Criterios para la selección de las colonias. 

 

La selección de los aislados se realizó basándonos en las características morfológicas 

y especialmente en la distinta coloración, que presentaban las colonias en el medio sólido 

cromogénico empleado. En todos los casos, se seleccionó una única colonia por muestra 

procesada. 

El Ágar McConkey® (bioMeriéux), es un medio de cultivo sólido, selectivo (para el 

crecimiento de bacterias Gram negativas) y diferencial. Contiene sales biliares, cristal 

violeta (para inhibir el crecimiento de bacterias Gram positivas), rojo neutro (indicador 

de pH), lactosa, peptona. 

Su acción diferencial está basada en que los microorganismos capaces de hidrolizar 

la lactosa (lactosa positivas, por ejemplo E. coli), liberan productos ácidos y por lo tanto 

se produce una disminución del pH del medio, que se puede observar gracias a la 

absorción del colorante, rojo neutro,  apareciendo en la colonia el color rojo (Figura 12). 

Las colonias de microorganismos que no hidrolizan la lactosa permanecen incoloras 

(bacterias lactosa  negativas, por ejemplo Salmonella, Shigella). 

 

 

 

 

 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

72 
 

Figura 12. Morfología de colonias lactosa positivas en medio sólido Ágar McConkey 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

3.1.2.4. Conservación de los aislados obtenidos. 

 

Tras la identificación bioquímica (ver punto 3.2.1.), todos los aislados identificados 

como E. coli se conservaron en medio de congelación, a –20 ± 1ºC. 

 

Medio de congelación: 

 Caldo triptona (Oxoid)...............................................   10 g 

Leche descremada en polvo......................................   20 g 

Glicerina (Panreac).....................................................   80 ml 

Agua destilada............................................................ 320 ml 

 

En primer lugar, se esterilizaron (a una temperatura de 121 ± 1ºC durante 15 

minutos) los tubos vacíos que se emplearon posteriormente para introducir el medio de 

congelación. A continuación, una vez pesados todos los componentes del medio y 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

73 
 

disueltos por agitación, se distribuyó el medio en los tubos estériles en volúmenes de 1,5 

ml y se esterilizó el medio de congelación ya entubado a una temperatura de 110 ± 1ºC  

durante 10 minutos. 

Para la conservación de los aislados se partía de cultivos puros tras 22 ± 2 horas de 

incubación en Ágar Sangre a 37 ± 1ºC. A cada uno de los aislados se le identificó con el 

número de referencia correlativo que se adjudicaba a las muestras según su llegada al 

laboratorio. 

 

3.2. IDENTIFICACIÓN DE LOS AISLADOS 

 

3.2.1.  Identificación bioquímica 

 

La identificación a nivel de especie de las cepas presuntivas de pertenecer al género 

Escherichia se determinó mediante la realización de una batería de pruebas bioquímicas 

específicas en tubo (Thampuran et al., 2005). El conjunto de estas pruebas bioquímicas 

recibe el nombre de método IMVIC y engloba las siguientes pruebas: 

 

- Producción de indol. 

- Utilización del citrato como única fuente de carbono. 

- Rojo de metilo. 

- Prueba de la acetoína (Voges Proskauer). 

 

El fundamento de cada una de estas pruebas, así como la preparación de los medios 

y la técnica a seguir para su realización se llevó a cabo siguieron las pautas indicadas por 

Barrow et al., 1993.  

Los resultados esperados para la identificación de E. coli son: Indol (+), Citrato (-), 

Rojo de metilo (+) y Voges Proskauer (-). 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

74 
 

3.2.2.  Determinación del antígeno somático  

 

La determinación del antígeno somático “O” se realizó en la totalidad de aislados 

clínicos, mediante la técnica de aglutinación en placa, siguiendo las pautas descritas por 

el laboratorio proveedor de los sueros, Statens Serum Institut (SSI), Copenhagen (Denmark) 

(www.ssi.dk). En general, los protocolos empleados para la determinación del antígeno 

somático en E. coli se basan en el originalmente descrito por Guinée et al, 1972 

(Vandekerchove et al., 2004c). 

  

3.2.2.1. Materiales 

 

o Medios 

 

1. Medio líquido Brain heart infusión (BHI), Difco, medio comercial, deshidratado, 

preparado según las instrucciones facilitadas por el fabricante. Una vez 

preparado se dispensó en tubos de vidrio a razón de 9 ml en cada uno y se 

procedió a su esterilización en autoclave  a una temperatura de 121± 1ºC  durante 

15 minutos. 

2. Solución salina estéril (bioMèrieux). 

 

o Sueros 

 

Para la selección de los sueros a emplear en la determinación del antígeno somático 

O, nos basamos en el panel propuesto por el Laboratorio de Referencia de E. coli de Lugo 

(LREC) como los más frecuentes y habituales en los aislados patógenos de origen aviar 

(Tabla 5). Son sueros comerciales policlonales somáticos (O) polivalentes y monovalentes  

(adquiridos en el SSI). 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

75 
 

Tabla 5. Relación de sueros utilizados en la determinación del antígeno somático 

SUEROS 
 POLIVALENTES (POOL) 

SUEROS  
MONOVALENTES 

1 O103 
2 O2, O5, O8 
4 O88 
5 O15, O45 
6 O132 
8 O1, O2, O6, O15, O18ac 
9 O9, O12, O17, O8 
10 O8, O45 
11 O11, O20, O78 
12 O115 
 14 O18ab, O35, O83, O116 
15 O9, O5, O8, O15, O20 
16 O14 
17 O36 
18 O53 
20 O81 
21 O102 

 

 

o Utensilios de laboratorio 

 

- Guantes de latex (SemperCare). 

- Asas de siembra estériles de 10 l de capacidad. 

- Pipetas multidispensadoras con un rango de volumen de 20-200 l (Biohit). 

- Puntas con filtro estériles para pipetas multidispensadoras con un rango de 

volumen de 20-200 l (Sorenson, BioScience, Inc). 

- Microplacas de aglutinación de 96 pocillos con el fondo redondeado (Deltalab). 

 

 

 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

76 
 

3.2.2.2. Procedimiento para la realización de la aglutinación en 

microplaca 

 

1.  Mediante un asa de siembra estéril se tomó una única colonia de E. coli aislada en 

medio sólido Ágar Sangre, se inoculó en un tubo con 9 ml de BHI estéril y se incubó a 

una temperatura de 37 ± 1ºC durante 22 ± 2 horas. Transcurrido este tiempo se procedió 

al hervido de los tubos inoculados en un baño térmico a 100ºC durante una hora. 

2.  Una vez realizado el paso anterior, se dejaron enfriar y reposar los tubos para que 

todos los componentes celulares lisados por el hervido sedimentaran y no interfirieran 

en la reacción de aglutinación.  

3.  Sueros polivalentes: para un aislado, se añadieron en 17 pocillos de la microplaca 

50 µl del sobrenadante de la suspensión bacteriana y luego, en cada uno de ellos, se 

añadieron 50 µl de cada uno de los sueros polivalentes. Se incubó la microplaca a 50-52 ± 

1ºC en atmósfera húmeda durante 22 ± 2 horas. Como control negativo se añadió en otro 

pocillo 50 µl de la suspensión bacteriana junto con 50 µl de solución salina estéril. 

 

Figura 13. Microplaca utilizada en la determinación del antígeno somático. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

77 
 

4.  Transcurrido el tiempo de incubación se realizó la valoración de la aglutinación: 

consideramos aglutinación positiva cuando en el pocillo se creaba una malla 

tridimensional que se veía a simple vista, como una turbidez, y aglutinación negativa 

cuando se producía la sedimentación de los componentes formándose un “botón blanco” 

en el fondo del pocillo, indicando así la inexistencia de complejos antígeno-anticuerpo. 

5.  Una vez determinado el suero polivalente con el que la aglutinación era positiva, 

se procedía a probar con todos los sueros monovalentes incluidos dentro de ese 

polisuero, hasta encontrar  aquel con el que reaccionaba, dando lugar a una aglutinación.  

   

Si el control negativo presentaba una aglutinación positiva se consideraba como una 

cepa autoaglutinante, por tanto no tipable (NT). La aglutinación definitiva se obtiene 

cuando una cepa aglutina claramente con un único antisuero monovalente.  

En el caso de que los aislados no aglutinaran con ninguno de los sueros incluidos en 

el estudio, se consideraba como serogrupo no determinado (ND). 

 

3.3. DETECCIÓN DE FACTORES DE VIRULECIA 

 

La reacción en cadena de la polimerasa (PCR) es un procedimiento rápido para la 

amplificación in vitro de segmentos específicos de ADN situados entre dos regiones 

cuyas secuencias son conocidas. 

Actualmente su uso está muy extendido debido, principalmente, a su sencillez, 

automatización, tiempo de análisis reducido, reproducibilidad, sensibilidad y 

especificidad. 

En el caso de nuestro estudio, y basándonos en la gran especificidad de esta técnica, 

utilizamos tres PCRs diferentes, a partir de una colonia, para determinar la presencia o 

ausencia de seis de los principales factores de virulencia en aislados de E. coli tanto en 

muestras clínicas (aves con lesiones compatibles de colibacilosis) como en muestras de 

cloaca y de heces. 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

78 
 

3.3.1. Extracción del ADN cromosómico 

 

Partiendo de cultivos puros de 22 ± 2 horas de incubación en Ágar Sangre + 5% de 

sangre de cordero, procedimos a realizar la extracción del ADN cromosómico mediante 

la técnica de lisis de las células por hervido (Rodríguez-Angeles, 2002; Delicato et al., 

2003; Ewers et al., 2005; McPeake et al., 2005; Siek et al., 2005; Dho-Moulin et al., 2006; 

Queipo-Ortuño et al., 2007). Para ello, se tomó una colonia y se resuspendió en 100 l de 

H2O bidestilada estéril, la mezcla se hirvió en un baño termostático a 100 ± 1ºC durante 

10 minutos.  

 

3.3.2.  Elección de los oligonucleótidos 

 

Todos los oligonucleótidos de las distintas PCR empleados en este estudio fueron 

seleccionados a partir de la bibliografía consultada. Las referencias se detallan a 

continuación en cada una de las tres reacciones puestas a punto. 

 

 PCR múltiple para la determinación de los factores de virulencia iss, iucC, tsh y 

cvi 

 

Estos factores fueron seleccionaron por su elevada correlación con la virulencia. La 

presencia o ausencia de estos factores se determinó mediante la aplicación de la PCR 

descrita previamente por Skyberg et al., (2003). 

Estos factores de virulencia no han sido detectados en las otras especies de bacterias 

utilizadas como control negativo, lo que demuestra la especificidad del procedimiento 

para los aislados de E. coli. Estos resultados sugieren que este protocolo puede ser útil en 

la caracterización y estudio de las cepas aviares de E. coli (Skyberg et al., 2003).  

Para llevar a cabo la puesta a punto de esta técnica, se realizaron algunas 

modificaciones en las condiciones de PCR (ver apartado 3.3.3.). Las secuencias de los 

oligonucleótidos y el tamaño de los fragmentos amplificados se muestran en la siguente 

tabla (Tabla 6).  



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

79 
 

Tabla 6. Oligonucleótidos empleados en la PCR múltiple  

Oligonucleótidos Secuencias (5´- 3´) PCR Amplicón 
iss up GTGGCGAAAACTAGTAAAACAGC 

760 pb 
iss do CGCCTCGGGGTGGATAA 

iucC up CGCCGTGGCTGGGGTAAG 
541 pb 

iucCdo CAGCCGGTTCACCAAGTATCACTG 
tsh up GGGAAATGACCTGAATGCTGG 

420 pb 
tsh do CCGCTCATCAGTCAGTACCAC 
cvi up GGGCCTCCTACCCTTCACTCTTG 

366 pb 
cvi do ACGCCCTGAAGCACCACCAGAA 

 

 PCR para la determinación del factor de virulencia fimC 

 

La presencia o ausencia del factor fimC se determinó mediante la aplicación de la 

PCR descrita previamente por Ewers et al., (2004). Las secuencias del oligonucleótido y el 

tamaño del fragmento amplificado de esta PCR se muestran a continuación (Tabla 7).  

 

Tabla 7. Oligonucleótidos empleados en la determinación del factor fimC por PCR 

 Oligonucleótidos Secuencias (5´- 3´) PCR Amplicón 
fimC up GGGTAGAAAATGCCGATGGTG 

497 pb  
fimC do CGTCATTTTGGGGGTAAGTGC 

 

 PCR para la determinación del factor de virulencia fyuA 

 

La presencia o ausencia del factor fyuA se determinó mediante la aplicación de la 

PCR descrita por Ewers et al., (2004). Las secuencias del oligonucleótido y el tamaño del 

fragmento amplificado se muestran a continuación (Tabla 8). 

 

Tabla 8. Oligonucleótidos empleados en la determinación del factor fyuA por PCR 

 Oligonucleótidos Secuencias (5´- 3´) PCR Amplicón 
fyuA up GCGACGGGAAGCGATGACTTA 

774 pb 
fyuA do CGCAGTAGGCACGATGTTGTA 

  

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

80 
 

Todos los oligonucleótidos empleados en las PCRs, fueron sintetizados en Roche 

Diagnostics, S.L. 

 Las cepas de E. coli utilizadas como controles positivos (Tabla 9) en nuestro estudio, 

fueron cedidas por la Dra. Lisa K. Nolan, del Departamento de Microbiología Veterinaria  

y Medicina Preventiva, Iowa State University, (USA). 

 

Tabla 9. Relación de cepas de E. coli empleadas como  control positivo  

 

FACTORES DE VIRULENCIA 

REFERENCIA CEPA iss Iuc tsh cvi fimC fyuA 

2363 + + + + + + 

V2 + + + + + + 

V1 + + + + + - 

V6 + + - - + + 

V3 + - - + + - 

V4 + - - + + - 

A6 - - - + + - 

A1 - - - + + - 

A3 - + - - + - 

A4 - - - - + - 

 

3.3.3.  Reacciones de PCR 

 

 PCR múltiple para la determinación de los factores de virulencia iss, iucC, tsh y 

cvi 

 

El volumen final de la PCR fue de 50 l, aunque algunas de las condiciones fueron 

modificaciones a partir de las indicaciones de la bibliografía. Estas fueron las siguientes: 

la extracción de ADN cromosómico se realizó mediante lisis de células por hervido 

durante 10 minutos (min) y la concentración de dNTP´s fue de 10 mM, por lo que la 

cantidad utilizada en el mix de PCR fue de 0,8 µl por muestra. 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

81 
 

Por lo tanto, la composición final es la que se detalla a continuación: 

- 5 l del lisado obtenido en el apartado 3.3.1. 

- 5 l de Buffer de PCR 10x, (Tris HCl 75 mM, pH 9, KCl 50 mM, (NH4)2SO4 

20mM). (BIOTOOLS). 

- 6 l de solución de cloruro de magnesio (MgCl2  50 Mm, BIOTOOLS). 

- 0,8 l de la mezcla de dNTP´s (250 l  premezclados a 10 mM, BIOTOOLS). 

- 0,3 l del oligonucleótido iss a una concentración de 100 M (100 pmol/l, Roche 

Diagnostics, S.L.). 

- 0,1 l de los oligonucleótidos iucC, tsh y cvi a una concentración de 100 M (100 

pmol/l, Roche Diagnostics, S.L). 

- 0,3 l de ADN polimerasa (Concentración: 5U/l, BIOTOOLS). 

- 31,7 l de agua bidestilada estéril. 

 

Las condiciones del termociclador también fueron modificadas: la desnaturalización 

inicial se llevó a cabo a una temperatura de 95ºC durante 5 min, seguida de 29 ciclos  de 

amplificación consistentes en: desnaturalización a 95ºC durante 1 min, hibridación a 

72ºC durante 1 min, elongación a 72ºC durante 1 min. Por último se realizó una 

elongación final  de 7 min a 72ºC. 

 

 PCR para la determinación del factor de virulencia fimC 

 

Se realizó en un volumen final de 25 l y su composición fue: 

- 2 l del lisado obtenido en el apartado 3.3.1. 

- 2, 5 l de Buffer de PCR 10x (Tris HCl 75 mM, pH 9, KCl 50 mM, (NH4)2 SO4 

20mM) (BIOTOOLS). 

- 1 l de solución de cloruro de magnesio (MgCl2  50 Mm, BIOTOOLS). 

- 0,5 l de la mezcla de dNTPs (250 l  premezclados a 10 mM, BIOTOOLS). 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

82 
 

- 0,1 l del oligonucleótido fimC a una concentración de 100 M (100 pmol/l, 

Roche Diagnostics, S.L.). 

- 1 l de ADN polimerasa (Concentración: 1U/l, BIOTOOLS). 

- 17,8 l de agua bidestilada estéril. 

 

Las condiciones de la PCR fueron las siguientes: fase de desnaturalización inicial a 

94ºC durante 5 min, seguida de 25 ciclos de amplificación consistentes en: 

desnaturalización a 94ºC durante 1 min, hibridación durante 1 min a una temperatura de 

59ºC y elongación a 72ºC durante 90 segundos. Por último, se realizó una fase de 

elongación final de 7 min a 72ºC. 

 

 PCR para la determinación del factor de virulencia fyuA 

 

El volumen y la composición de la reacción de PCR fueron idénticos a la PCR 

descrita para la determinación del factor de virulencia fimC, excepto en oligonucleótido 

utilizado: 0,1 l del oligonucleótido fyuA a una concentración de 100 M (100 pmol/l, 

Roche Diagnostics, S.L.). 

Las condiciones del termociclador fueron las siguientes: fase de desnaturalización 

inicial de 5 min a 94ºC, seguida de 25 ciclos de amplificación consistentes en: 

desnaturalización a 94ºC durante 1 min, hibridación durante 1 min a una temperatura de 

65ºC y elongación a 72ºC durante 1 min. Por último, se realizó una fase de elongación 

final de 7 min a 72ºC. 

Todas las amplificaciones se realizaron en un termociclador modelo Mastercycler 

personal (Eppendorf).  

Los productos de PCR se visualizaron en geles de agarosa al 2% en  buffer TAE 1x 

utilizando 80l/ml de IQTM Sybersafe (Invitrogen, ref: S33102) para teñir el ADN y como 

marcador de peso molecular se utilizó 100 pb Ladder Biotools (B&M Laboratorios, S.A., 

Madrid). 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

83 
 

3.4. CARACTERIZACIÓN MEDIANTE ELECTROFORESIS DE 

CAMPO PULSADO (PFGE) 

 

3.4.1.  Principio de la técnica 

 

La electroforesis de campo pulsado (PFGE, Pulsed Field Gel Electrophoresis) es un 

sistema de tipado genético que se basa en el análisis del ADN cromosómico. Se define 

REDP (Restriction Enzyme Digestion Profile) como el patrón de bandas de ADN 

característico de cada cepa obtenido con la utilización de una determinada enzima de 

restricción y tras la realización de la técnica de electroforesis con unos parámetros 

establecidos.  

Esta técnica tiene como objetivo la obtención de patrones legibles de bandas que 

permitan la comparación de los distintos aislados y la determinación de su relación 

genética.  

Esta técnica consta de los siguientes pasos: 

o Extracción y purificación del ADN en condiciones que permitan resultados 

reproducibles. 

o Digestión del ADN mediante endonucleasas que reconocen unas pocas 

secuencias diana. 

o Electroforesis del producto de digestión en condiciones de cambio de la 

dirección del campo eléctrico. 

  

La electroforesis normal es unidireccional e incapaz de separar entre sí fragmentos 

de más de 20 kb de tamaño, los cuales migran al unísono sin resolverse en bandas 

diferentes. Sin embargo PFGE es una electroforesis multidireccional con pulsos eléctricos 

de diferente duración, que permite (ya que el tiempo que requieren los fragmentos para 

reorientarse es proporcional a su tamaño) la separación de fragmentos de hasta 10 Mb. 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

84 
 

3.4.2.  Materiales 

 

Los tampones (Tabla 10) utilizados para el desarrollo esta técnica fueron los 

siguientes: 

 

Tabla 10. Relación de tampones utilizados en la electroforesis de campo pulsado 

TAMPÓN COMPOSICIÓN CANTIDADES 

EDTA 0,5M (pH 8)* 
EDTA (Panreac) 

Agua Milli-Q 
Agua destilada 

186,1 g 
800 ml 

Se enrasó hasta 1000 ml 

Tris-ClH 1M (pH 8)* 
Tris base (Panreac) 

HCL 6N 
Agua destilada 

121,1 ml 
80 ml 

Se enrasó hasta 1000 ml 

Buffer TE 1X (pH 8)** 

Tris-HCL 1M 
EDTA 0,5M 

Agua Milli-Q 
Agua destilada 

10 ml 
2 ml 

800 ml 
Se enrasó hasta 1000 ml 

Buffer CSB** 

Tris-HCL 1M 
EDTA 0,5M 

Agua Milli-Q 
Agua destilada 

10 ml 
20 ml 
40 ml 

Se enrasó hasta 100 ml 

Buffer Lisis (pH 8)** 

Tris-HCL 1M 
EDTA 0,5M 

N-L-Sark (Sigma) (10%) 
Agua Milli-Q 

Agua destilada 

12,5 ml 
25 
25 

100 
Se enrasó hasta 250 ml 

Stock de Proteinasa K 
Proteinasa K (Roche) 
Agua Milli-Q estéril 

Volumen total 

20 mg 
1 ml 
1 ml 

Tampón TBE 10x (pH 
8,5)* 

Tris 
Ácido Bórico (Panreac) 

EDTA 
Agua destilada 

216 g 
111,3 g 

9,3 g 
Se enrasó hasta 2000 ml 

*  Se esterilizó en autoclave y se conservó a 4ºC.  

** Se conservó a 4ºC. 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

85 
 

Los aparatos necesarios para la realización de esta técnica, fueron los siguientes: 

 

- Baño termostático con agitación Memmert, referencia: WB/OB7- 45WBU45. 

- Moldes desechables (Bio Rad). 

- Agitador orbital Eppendorf, referencia: 3005GFL. 

- Sistema CHEF-DRIII (Bio-Rad) modelo 170-3690. 

- Cubeta de electroforesis (Bio-Rad). 

- Captador de imágenes Sistema Fluor-S (Bio-Rad) referencia: 170-7700-170- 7701. 

- Quantity- One: programa informático para procesamiento de las imágenes. 

 

3.4.3.  Preparación de los bloques 

 

1. Se prepararon dos baños termostáticos, uno a 56  1ºC y otro a 50  1ºC. 

2. Se procedió a pesar 0,25 g de agarosa al 1% (D-1 LOWEEO, Pronadisa), se 

añadieron 23,5 ml de buffer TE 1X y se agitó suavemente, a continuación se introdujo la 

mezcla en el microondas durante 30 segundos hasta su total disolución y se mantuvo en 

el baño termostático a 56  1ºC para evitar su solidificación. 

3. Posteriormente, se añadieron a la agarosa 1,25 ml de SDS al 20% y se mantuvo 

esta mezcla en el baño termostático a una temperatura de 56  1ºC para su posterior 

utilización.  

4. A partir de cultivos puros de 22 ± 2 horas de incubación en Ágar sangre, se 

tomaron 2-3 colonias con un hisopo estéril previamente humedecido en buffer CSB y se 

inocularon en un tubo, que contenía 2 ml de dicho buffer. Las bacterias se 

homogenizaron por agitación y posteriormente se procedió a ajustar la concentración 

bacteriana con un colorímetro (Vitek de bioMèrieux) al 20% de transmitancia. 

5. A continuación se tomaron 200 µl de la suspensión bacteriana y se añadieron a un 

tubo eppendorf vacío de 1,5 ml de volumen, previamente marcado con la referencia del 

aislado. 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

86 
 

6. Tras este paso, se añadieron 10 µl de proteinasa K a cada uno de los tubos 

eppendorf y se mezcló suavemente. Posteriormente se añadieron 200 µl de la agarosa a 

cada uno de los tubos y se homogeneizó todo junto con la suspensión bacteriana.  

7. Tras la homogenización, se dispensó esta mezcla en los moldes específicos para  

la realización de los bloques de PFGE (dos bloques por cepa), y se mantuvieron estos 

moldes a una temperatura de 4ºC durante al menos 20 min para facilitar la solidificación 

de la agarosa. 

 

3.4.4.  Lisis bacteriana 

 

Se dispensaron 5 ml del tampón de lisis en tubos universales, y se procedió a 

desmoldar los bloques en la solución. Se añadieron a cada tubo 25 µl de Proteinasa K y se 

procedió a la incubación de los tubos durante 2 horas en un baño termostático a una 

temperatura de 56  1ºC en condiciones de agitación. 

Durante este periodo de incubación, se procedió al precalentamiento del agua Milli-

Q estéril y el buffer TE 1X en un baño termostático a una temperatura de 50  1ºC.  

Una vez transcurrido el tiempo de incubación de los bloques en el buffer de lisis, se 

retiró el tampón de lisis y se realizaron los lavados de los bloques: 2 lavados con agua 

MilliQ estéril y cuatro con Buffer TE 1X, todos ellos utilizando un volumen de 10 ml por 

aislado y durante un tiempo de 10 minutos a una temperatura de 50  1ºC en 

condiciones de agitación.  

Una vez finalizados los lavados, los bloques se mantuvieron en tubos eppendorf con 

1 ml de tampón TE 1X  a una temperatura de 4ºC hasta su utilización. 

 

 

 

 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

87 
 

3.4.5.  Restricción enzimática para E. coli 

 

1. Preparación de la mezcla o mix para la realización de la predigestión 

 

Se añadieron 200 µl de la mezcla o mix indicada en la siguiente tabla (Tabla 11) en un 

tubo eppendorf de 1,5 ml.  

Con ayuda de un bisturí, se cortó una porción (aproximadamente un tercio) del 

molde de agarosa que contenía el ADN de la cepa en cuestión y se colocó en el tubo 

eppendorf que contenía la mezcla, de forma que el bloque quedara cubierto con la 

solución. 

 

Tabla 11. Composición de la mezcla o mix para la predigestión enzimática 

Componentes Para 1 cepa Para 10 cepas Para 15 cepas 

Agua Milli-Q estéril 

Buffer de la enzima (Tango) 

Volumen total 

180 µl 

20 µl 

200 µl 

1800 µl 

200 µl 

2000 µl 

2700 µl 

300 µl 

3000 µl 

 

Para la incubación, se introdujeron  los tubos eppendorf en un baño termostático a 

una temperatura de 37  1ºC durante 15 min, y, transcurrido este tiempo, se retiró el 

buffer dejando los bloques dentro de los mismos tubos para proceder a la realización de 

la digestión enzimática. 

 

2. Preparación de la mezcla o mix para la realización de una digestión 

 

Se añadiéron 200 µl de la mezcla o mix, indicada en la tabla 12, en cada tubo 

eppendorf y se incubaron en el baño termostático a una temperatura de 37 1ºC durante 

2 horas. 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

88 
 

Tabla 12. Composición de la mezcla o mix para la realización de la digestión enzimática 

Componentes Para 1 cepa Para 10 cepas Para 15 cepas 

Agua Milli-Q estéril 175 µl 1750 µl 2625 µl 

Buffer de la enzima (Tango) 20 µl 200 µl 300 µl 

Enzima (XbaI) 5 µl 50 µl 75 µl 

Volumen total 200 µl 2000 µl 3000 µl 

 

Tras la incubación de los bloques, se procedió a la interrupción de la digestión. Para 

ello se retiró la solución de reacción y se añadieron 200 l de tampón TBE 0,5X a cada 

uno de los tubos eppendorf. 

La enzima de restricción que utilizamos en nuestro estudio fue XbaI (MBI 

Fermentas). Se eligió esta enzima por ser la enzima recomendada por diversos autores 

para la caracterización molecular mediante la técnica de PFGE para bacterias Gram 

negativas (Kariuki et al., 1999b; Garaizar et al., 2000; Liébana et al., 2001; Iguchi et al., 

2002; Kawano et al., 2006). 

 

3.4.6.  Separación de los fragmentos de ADN: condiciones para la 

electroforesis 

 

En primer lugar, se prepararon 2,2 litros (l) de buffer TBE 0,5X. Antes de comenzar 

la electroforesis, se vertieron los 2,2 l de buffer TBE 0,5X en la cubeta para que recirculara 

y disminuyera la temperatura hasta los 14ºC. 

Se prepararon 200 ml de agarosa SKG al 1% en tampón TBE 0,5X (200 ml de buffer 

TBE 0,5X + 2 g de agarosa SKG), fundiéndose esta mezcla en el microondas hasta su 

disolución. La agarosa se mantuvo en baño termostático a 50  2ºC hasta el momento de 

su empleo. 

Una vez montado el soporte de forma adecuada, se colocó de forma horizontal el 

peine sobre él. Cada una de las porciones de los bloques se colocaron sobre uno de los 

extremos del peine, secándolos previamente en papel de filtro y dejando el primero de 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

89 
 

los extremos del peine libre para colocar el marcador, que fué una cepa de Salmonella 

enterica subespecie enterica serotipo Braenderup (H9812). 

 Una vez colocados todos los bloques, se situó el peine de manera perpendicular al 

soporte y se vertió la mayor parte de la agarosa fundida. Una vez solidificada, se retiró el 

peine y se recubrieron los huecos con la agarosa restante.  

Tras desmoldar el gel del soporte, se introdujo en la cubeta. Se colocó el gel en su 

posición y se seleccionaron los parámetros para la realización de la electroforesis. Los 

parámetros pulso inicial, pulso final y tiempo de electroforesis, se seleccionaron en 

función de la enzima utilizada (Tabla 13). 

 

Tabla 13. Parámetros de electroforesis para la enzima XbaI 

Enzima de 

restricción 

Pulso  

inicial (s) 

Pulso  

final (s) 

Tiempo 

(h) 

Angulo de 

inclinación 
Voltaje 

Xba I 2, 2 54, 2 19 120º 6 V/cm 

 

 

La temperatura del tampón durante todo el tiempo de electroforesis, se mantuvo a 

14ºC. 

Una vez finalizada la electroforesis se realizó la tinción del el gel por inmersión en 

una solución de Sybr-safe, preparado a una concentración de 60 l/1000 ml (Invitrogen, 

ref: S33102), durante 20-30 min. Antes de la captura de la imagen, se visualizó el gel 

teñido en un transiluminador y en el caso de haber exceso de tinción, se retiró mediante 

la inmersión del gel en agua Milli-Q durante 20-30 min, dejándolo más tiempo si fuera 

necesario. 

Para finalizar, se procedió a realizar la captura de la imagen del gel en un analizador 

de imágenes (Fluor-S Multimager, Bio-Rad, controlado por el programa informático 

Quantity- One). 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

90 
 

3.4.7.  Interpretación de los resultados de PFGE: análisis informático 

y estadístico 

 

El análisis de los distintos pulsotipos o perfiles genéticos de llevó a cabo utilizando 

el programa informático BioNumerics versión 2.0 (Applied Maths). Este programa permitió 

comparar los patrones de bandas obtenidos en distintos geles e identificar los diferentes 

perfiles de restricción. 

El establecimiento de la relación genética entre las cepas analizadas se realizó 

aplicando el coeficiente de similitud de Jaccard entre los distintos patrones de bandas 

obtenidos. A partir de los datos de la matriz de similitud obtenida se construyó un 

dendrograma mediante el método UPGMA (Underweighted Pair-Group Method with 

Arithmetic Averages). 

Se consideró que dos o más aislados de E. coli eran la misma cepa cuando, 

independientemente del individuo de procedencia, presentaban un pulsotipo común. 

 

3.5. DETERMINACIÓN DEL PERFIL DE RESISTENCIA A 

ANTIMICROBIANOS 

 

La sensibilidad de los diferentes aislados de E. coli obtenidos a lo largo del presente 

estudio, fue determinada in vitro mediante el método de difusión en ágar. El material 

empleado para la realización de las pruebas fue el siguiente: 

- Placas de medio sólido Ágar Mueller-Hinton comercial (bioMeriéux). 

- Discos de papel de filtro impregnados en antibiótico (bioMeriéux). 

- Tubos de agua destilada estéril con un volumen de 9,950 ml. 

- Tubos de agua destilada estéril con un volumen de 4 ml. 

- Densitómetro, sistema McFarland (bioMeriéux). 

 

Las pruebas de difusión en ágar, se llevaron a cabo de acuerdo con el protocolo 

estándar del CLSI de 2006. 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

91 
 

Se realizó una suspensión bacteriana en un tubo de agua destilada estéril con un 

volumen de 4 ml con una turbidez igual a 0,5 de McFarland y a continuación se 

transfirieron 50 µl de este inóculo a un tubo con 9,950 ml de agua destilada estéril. 

Tras su homogeneización, se realizó una siembra por inundación en una placa de 

Ágar Mueller-Hinton durante 5-10 min y transcurrido este tiempo, se eliminó el exceso 

de sobrenadante. Las placas se secaron en una estufa de 37  1ºC durante 10 min y a 

continuación se colocó el disco del antimicrobiano elegido para la realización de la 

prueba y se volvió a incubar a 37ºC   1ºC durante 22  2 h. Se valoró el diámetro de la 

zona de inhibición que se forma alrededor de cada disco y se comparó con las referencias 

oportunas publicadas por el CLSI.  

Se realizó el estudió de la sensibilidad de todos los aislados clínicos de E. coli frente a 

un único agente antimicrobiano, la colistina. La elección de éste, se basó en el  criterio de 

que es el único antibiótico permitido en avicultura comercial de puesta hasta el 

momento, que permite un periodo de supresión o retirada cero. 

La interpretación de los resultados se realizó según las normas de la CLSI, 

clasificando a los aislados como resistentes (R), intermedios (I) o sensibles (S) en función 

del diámetro del halo de inhibición producido. 

El antimicrobiano utilizado, concentración y sus valores de referencia se detallan en 

la Tabla 14. 

 

Tabla 14. Características del antimicrobiano estudiado in vitro (CLSI, 2006) 

Agente antimicrobiano 
Concentración 

(μg colistina/disco) Halo inhibición (mm) 

Colistina 50 
R I S 

<15  ≥15 

 

 

 

 

 

 



MATERIAL Y MÉTODOS 

 

92 
 

3.6. ANÁLISIS INFORMÁTICO Y ESTADISTICO 

 

Todos los datos obtenidos del formulario, así como el registro de los animales y de 

los aislados que de ellos se obtuvieron, se almacenaron en una base de datos creada con 

el  programa Microsoft® Access 2003. 

La valoración epidemiológica llevada a cabo en las comparaciones realizadas entre 

los datos obtenidos se realizó mediante el Test exacto de Fisher, incluyendo la corrección 

de Yates, para un nivel de confianza del 95% (con este nivel de confianza, si el valor de p 

es inferior de 0,05 se considera que la diferencia es significativa). El cálculo y la 

interpretación de estos valores se realizó con la ayuda del programa informático de 

epidemiología Graphpad Instat 3. 



   
 

93 
 

RESULTADOS Y DISCUSIÓN 



   
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

95 
 

4.1.   AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN 

 

4.1.1.  Aislamiento e identificación de E. coli a partir de muestras 

clínicas 

 

Se han analizado un total de 238 muestras de órganos que presentaban lesiones 

compatibles con colibacilosis. Una vez llevado a cabo el protocolo de aislamiento 

descrito anteriormente (ver apartado 3.1.2.1.), se obtuvieron 173 aislados identificados 

como E. coli  mediante pruebas bioquímicas (ver apartado 3.2.1.). 

 

Tabla 15. Distribución de los aislados de E. coli según los órganos y lesiones procesadas 

ÓRGANO  TIPO LESION 
Muestras 

procesadas 

Aislados 

obtenidos 

Hígado Perihepatitis 82 55 

Peritoneo Peritonitis 78 60 

Pulmón Aerosaculitis 32 24 

Ovario-Oviducto Ovaritis -Salpingitis 22 18  

Pericardio Pericarditis 20 12  

Bazo 
Congestión  con  

esplenomegalia 
2 2 

Médula Ósea Congestión 1 1 

Riñón Congestión renal 1 1  

TOTAL  238 173  

 

Tras el análisis microbiológico de las muestras, obtuvimos un 72,7% (173/238) de 

éxito en el aislamiento de E. coli, es decir, aproximadamente tres cuartas partes de las 

muestras tomadas con sospechas de colibacilosis, fueron positivas en el aislamiento e 

identificadas como E. coli (Tabla 15). El criterio para seleccionar los aislados integrantes 

del estudio se encuentran detallados en el apartado 3.1.2.3.  

Nuestros resultados son muy similares a los obtenidos por Gomis et al., (2001), 

quienes lograron un porcentaje de aislamiento de E. coli del 70,7%, a partir de animales 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

96 
 

que presentaban lesiones compatibles con colibacilosis, como pericarditis, aerosaculitis y 

perihepatitis. 

Gracias a la toma de muestras a partir de diferentes órganos, ha sido posible 

observar la distribución de los aislados de E. coli en función de éstos (Figura 14). Las 

muestras tomadas a partir de lesiones en  peritoneo (peritonitis), es donde se ha obtenido 

un mayor porcentaje de aislamientos (60/173=34,8%), seguido de las muestras tomadas 

de hígado (55/173=31,9%), pulmón (24/173=13,8%), ovario (18/173=10,5%), pericardio 

(12/173=6,9%), bazo (2/173=1,1%) y por último, las muestras de médula ósea y de riñón 

con un 0,5% (1/173)  respectivamente. Puede observarse como a pesar de haber contado 

con un mayor número de muestras de hígado, el porcentaje de aislamiento de E. coli ha 

sido menor.  

 

Figura 14. Representación de la distribución de los aislados en función del órgano 

 

 

  

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Existen pocos estudios en los que se analicen los aislamientos de E. coli en función de 

los órganos procesados. En general, en la bibliografía se hace referencia a la colibacilosis 

como una enfermedad que cursa con septicemia, sin especificar a partir de qué órganos 

se toman las muestras. Se describen simplemente lesiones de pericarditis, lesiones 

septicémicas en bazo, perihepatitis, aerosaculitis, traqueitis, etc. (Nakamura et al., 1985; 

Gomis et al., 1997; Fisher et al., 1998).  

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

97 
 

Figura 15. Lesiones de peritonitis en una gallina ponedora  (cortesía M. Pizarro) 

 

 

 

 

 

  

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Los aislados de E. coli obtenidos a partir de lesiones de peritonitis (Figura 15) y 

perihepatitis suponen un 66,7% del total de los aislados. En la práctica, resulta 

interesante la observación de lesiones a nivel del ovario y oviducto, ya que la ovaritis y 

la salpingitis son lesiones muy indicativas de esta enfermedad.  

Por nuestra experiencia, las lesiones en hígado (perihepatitis), peritoneo (peritonitis) 

y ovario/oviducto (ovaritis/salpingitis) son las que se observan mayoritariamente.  

 

Si se analiza el éxito de aislamiento en función del órgano, relacionando el número 

de muestras tomadas de un órgano con el número de aislamientos obtenidos en el 

mismo (Figura 16), se observa como el mayor éxito se obtuvo tras procesar las muestras 

de ovario (ovaritis), con un 81,8% (18/22). A continuación, se situarían las muestras 

tomadas del peritoneo, con un 76,9% (60/78); las muestras tomadas de pulmón/sacos 

aéreos se situaron en tercer lugar con un 75% (24/31); a continuación las muestras de 

hígado, con un  porcentaje del 67% (55/82) de aislamiento y por último, las muestras 

tomadas a partir de pericardio (pericarditis) en las que se obtuvo un éxito de del 60% 

(12/20).  

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

98 
 

Figura 16. Representación del éxito de aislamiento en función del órgano. 

 

  

 

 

 

  

 

 

 

En las muestras de bazo, médula ósea y riñón se obtuvo un éxito de aislamiento del 

100% (1/1), aunque estos resultados no son significativos ya que se partió de un escaso 

número de muestras.  

Las diferencias encontradas entre los porcentajes de éxito de aislamiento entre los 

distintos órganos son consideradas, por el test de Fisher YATES, como estadísticamente no 

significativas (p > 0,05) para un nivel de confianza del 95%. Este hecho implica que las 

diferencias detectadas pueden deberse al azar, sin existir un órgano de preferencia en la 

toma de muestras. Por tanto, las posibilidades de aislamiento de E. coli son semejantes 

en todos los órganos que presenten lesiones compatibles con colibacilosis. 

En coincidencia con nuestros resultados, los trabajos realizados por Bisgaard et al., 

(1981); Jordan et al., (2005) y Landman et al., (2006), describen la importancia y frecuencia 

de los aislamientos a partir de lesiones de salpingitis, salpingoperitonitis y peritonitis. 

 

 

 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

99 
 

4.1.2.  Aislamiento e identificación de E. coli a partir de muestras 

fecales 

 

Tras la realización de los protocolos de aislamiento microbiológico, descritos en el 

apartado 3.1.2.2, se obtuvieron 143 aislados de E. coli. La identificación a nivel de especie 

se realizó, en todos los casos, mediante pruebas bioquímicas (ver apartado 3.2.1.).  

 

 

4.2.  ANÁLISIS DE LA DETECCIÓN DE LOS FACTORES DE 

VIRULENCIA: PATOTIPOS 

 

Para la realización de la detección de los factores de virulencia se han incluido la 

totalidad de aislados de E. coli obtenidos, es decir, los 173 aislados clínicos y los 143 

aislados de origen fecal. 

 

4.2.1.   Muestras de origen clínico 

 

Tras la detección de los factores de virulencia seleccionados, se obtuvieron un total 

de 22 patotipos distintos (Tabla 16). Se define patotipo como la representación de una 

combinación de factores de virulencia detectados diferente (Delicato et al., 2003). 

 

 

 

 

 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

100 
 

Tabla 16. Representación de los patotipos obtenidos y el número de aislados clínicos de E. coli 

incluídos en cada uno de ellos 

 

 

 

FACTORES DE VIRULENCIA    

fimC fyuA iss iuC tsh cvi Patotipo nº Número de aislados Porcentaje 

+ + + + + + 1 51 29,5% 

+ - + + + + 2 38 22,0% 

+ + + + + - 12 13 7,5% 

+ + + + - + 13 12 6,9% 

+ - - - - + 7 11 6,4% 

+ + + - + + 4 11 6,4% 

+ - + - - + 5 6 3,5% 

+ - + - + + 6 5 2,9% 

+ - + + - - 3 5 2,9% 

+ + + - - + 15 3 1,7% 

+ - - - - - 10 3 1,7% 

- - + + - + 29 2 1,1% 

+ + + + - - 30 2 1,1% 

+ - + + + - 11 2 1,1% 

+ - - + + + 8 2 1,1% 

+ - - + - + 24 1 0,6% 

+ - + - + - 28 1 0,6% 

+ + - - + - 9 1 0,6% 

+ - - - + + 18 1 0,6% 

+ + - - - + 35 1 0,6% 

+ + - - + + 22 1 0,6% 

+ + - + - + 23 1 0,6% 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

101 
 

En la siguiente imagen (Figura 17), se pueden observar algunos de los resultados 

obtenidos mediante la PCR para la detección del factor de virulencia fimC: 

 

Figura 17. Gel de PCR (fimC). Línea 1, marcador de peso (100 pb); línea 2, control positivo (cepa 

2363); línea 3-6, cepas de E. coli aisladas en las que se detecta el factor fimC. El control negativo no 

aparece en la imagen 

 

 

 

 

 

 

 

A continuación (Figura 18), una imagen de resultados obtenidos mediante la PCR 

para la determinación del factor de virulencia fyuA: 

 

Figura 18. Gel de PCR (fyuA). Línea 1, marcador de peso (100 pb); línea 2, control positivo 

(cepa 2363); línea 3, control negativo; líneas 4-6, cepas de E. coli aisladas (las cepas 5 y 6 son 

positivas al factor fyuA) 

 

 

 

 

   

  

En la Figura 19, se muestra un ejemplo de algunos resultados obtenidos mediante la 

PCR múltiple para la detección de los factores de virulencia iss, iucC, tsh y cvi: 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

102 
 

 Figura 19. Gel de PCR (múltiple). Línea 1, marcador de peso (100 pb); línea 2, control 

positivo (cepa 2363, cedida por la Dra. Nolan, L. K.); línea 3, control negativo; líneas 4-9, cepas de 

E. coli aisladas 

 

 

 

 

 

  

 

 

 

4.2.1.1. Análisis de los factores de virulencia estudiados 

  

Se aprecia un elevado porcentaje en la detección de los factores de virulencia 

estudiados. Todos ellos son relevantes, ya que aparecen en los aislados clínicos en una 

proporción superior al 50% (Tabla 17). Con estos resultados parece ser que el número de 

factores de virulencia detectados es frecuente e importante en la patogenicidad.  

 

Tabla 17. Porcentaje de detección de cada factor de virulencia en aislados de origen clínico  

Factor de Virulencia Descripción Número de Aislados Porcentaje 

fimC Fimbria tipo 1 171/173 98,8% 

iss Supervivencia aumentada en 
suero 

151/173 87,3% 

iucC Gen del operón aerobactina 129/173 74,6% 

tsh Hemaglutinina termosensible 126/173 72,8% 

cvi Gen de la inmunidad a la 
Colicina V 

108/173 62,4% 

fyuA Receptor yersiniabactina 96/173 55,5% 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

103 
 

1. Factor de virulencia fimC 

 

El porcentaje de detección ha sido del 98,8%, por lo que su presencia se considera 

casi constante ya que se ha detectado prácticamente en la totalidad de los aislados 

clínicos. Nuestro resultado es muy similar a los obtenidos por Siek et al. (2005a; 2005b), 

98%; Kawano et al. (2006), 96,7%; Ewers et al. (2004), 92%; McPeake et al. (2005), 90,4%. 

Sin embargo, Wooley et al. (1992); Knöbl et al. (2001) y Vandekerchove et al. (2005) 

obtuvieron un porcentaje de detección del 100%. 

Según estos resultados, parece ser un factor indispensable en la virulencia de los 

aislados jugando un papel muy importante en la adhesión de E. coli a células epiteliales 

de aparato respiratorio, en concreto de la faringe y tráquea. Esta fase de adhesión 

representaría el primer paso en la infección (Suwanichkul y Panigrahy, 1986a; Gima y 

Panigrahy, 1988; Dozois et al., 1990, 1994). El elevado porcentaje de aislados clínicos en 

los que se ha detectado la presencia de este factor, nos indicaría su importante 

repercusión en la virulencia. 

 

2. Factor de virulencia iss 

 

Es el segundo factor de virulencia más detectado, 87,3%. Nuestro resultado es 

similar a los obtenidos por Ewers et al., (2004), Siek et al., (2005a); (2005b), Jeffrey et al., 

(2002) y Johnson et al., (2006) en el que el porcentaje de detección en los dos primeros 

casos fue del 82% y en los otros dos casos, del 80%. En mayor proporción, Knöbl et al., 

(2001), Ewers et al., (2005) y Kawano et al., (2006) detectaron este factor en el 100% de los 

aislados clínicos procesados. 

Pfaff-McDonough et al., (2000) y McPeake et al., (2005), obtuvieron porcentajes de 

detección del 77% y 72,8% respectivamente, y en menor proporción, Vidotto et al., (1990), 

que fue del 68,8%. En contraste, Delicato et al., (2003) detectaron este factor de virulencia 

en menor porcentaje (38,5%), sin que aparentemente haya justificación para una 

diferencia tan notable. 

El gen de la supervivencia aumentada en suero, iss, es de elevada importancia ya 

que permite a E. coli  evadir las defensas del hospedador, multiplicarse y diseminarse 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

104 
 

por todo el organismo, favoreciendo la colonización. Numerosos estudios, como los 

desarrollados por Pfaff-McDonough et al., (2000) y Horne et al., (2000), han detectado este 

factor en una proporción significativamente mayor en aislados clínicos que en aislados 

procedentes de animales sanos. Con sus resultados sugieren que la presencia de este gen 

podría actuar como un indicador de virulencia. Johnson et al., (2002), coincide con lo 

anteriormente expuesto señalando que la resistencia aumentada en suero podría ser 

indicativo de la habilidad de estos aislados de causar enfermedad. 

 

3. Factor de virulencia iucC 

 

El porcentaje de detección del factor iucC ha sido del 74,6%, resultado muy similar a 

los obtenidos por Vidotto et al., (1990), Knöbl et al., (2001), Jeffrey et al., (2002), Ewers et 

al., (2004) y Siek et al., (2005b), en la que los valores de detección de este factor de 

virulencia oscila entre el 66,6% y 86%. 

Wooley et al., (1992) y Allan et al., (1993) detectaron este factor en el 95% de los 

aislados, resultado muy similar a los obtenidos por Ngeleka et al., (2002), 92,3%; 

McPeake et al., (2005), 97,4% y Kawano et al., (2006), 93,3%. Un poco más elevado ha sido 

el resultado del trabajo de Ewers et al., (2005) en el que obtuvieron un porcentaje del 

100%.   

Estudios realizados por Linggood et al., (1987) y Dozois et al., (1992) hacen referencia 

al elevado porcentaje de detección de este factor y a su correlación con la virulencia. 

Lafon et al., (1987), obtuvieron un porcentaje de detección del 100% en los aislados 

altamente virulentos, del 97% en los aislados moderadamente virulentos, del 58% en los 

aislados de baja virulencia y del 8% en los aislados no virulentos (no letales en pollitos 

de 1 día de edad). 

El hierro es uno de los factores limitantes del crecimiento de las bacterias en los 

tejidos corporales. Por este motivo, el factor de virulencia IucC es de elevada importancia 

ya que su función como sistema de captación y liberación del hierro favorece la 

supervivencia de los aislados clínicos en el hospedador. 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

105 
 

4. Factor de virulencia tsh 

 

Se ha detectado la presencia del factor tsh en el 72,8% de los aislados. En la 

bibliografía consultada existe bastante variabilidad en cuanto a los valores de detección 

de este factor de virulencia, nuestro estudio se situaría entre los porcentajes medio-

elevados.  

Resultados similares han sido obtenidos por Siek et al., (2005b) y Johnson et al., 

(2006), donde el porcentaje de detección fue del 63,2% y 62,2% respectivamente. 

Valores superiores a nuestro resultado, fueron logrados por Janben et al., (2001), con 

un porcentaje de detección del 85,3%, Ngeleka et al., (2002) y McPeake et al., (2005), 

donde obtuvieron valores del 90,4% y 93,9% respectivamente.  

Dozois et al., (2000) y Maurer et al., (1998), detectaron este factor de virulencia en el 

49,7% y 46% de los aislados estudiados. Ewers et al., (2004) y Kawano et al., (2006), 

también lo determinaron en menor proporción que en nuestro estudio, en el 53,3% de los 

casos, al igual que Ewers et al., (2005), obtuvo un porcentaje del 50% y Delicato et al., 

(2003), del 39,5%. 

 

5. Factor de virulencia cvi 

 

El factor cvi es el responsable de la inmunidad a la colicina V (ColV). En nuestro 

estudio detectamos este factor en el 62,4% de los aislados, un resultado muy similar al 

obtenido por Siek et al., (2005b), que fue del 66,8%, Wooley et al., (1992), del 65%, Ewers 

et al., (2004), del 62,7%, Vidotto et al., (1990), del 57,7%.  

Sin embargo, McPeake et al., (2005) y Jeffrey et al., (2002) consiguieron detectar este 

factor en mayor proporción, 99,1% y 86% respectivamente. A pesar de que ColV es uno 

de los tipos de colicina característicos en APEC, da Silveira et al. (2002) sugieren con sus 

estudios, la implicación de otras en la virulencia de E. coli. 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

106 
 

6. Factor de virulencia fyuA 

 

El factor fyuA, implicado en sistemas de captación de hierro, ha sido detectado en 

nuestro estudio en un porcentaje del 55,5%. Este resultado es prácticamente similar a los 

obtenidos por Siek et al., (2005b), que fue del 58,6% y Kawano et al., (2006), del 53,3%.  

Janben et al., (2001), tras procesar 150 aislados de E. coli obtuvo una proporción algo 

mayor, un 66% de cepas fyuA positivas.  

 

4.2.1.2. Cuantificación de la detección de factores de virulencia 

 

A pesar del elevado número de patotipos obtenido, destaca la presencia de un grupo 

mayoritario formado por seis de ellos (Figura 20). El punto de corte para establecer este 

grupo ha sido incluir todos aquellos patotipos que representen, al menos, al 5% de los 

aislados clínicos estudiados. Éste criterio englobaría un total de 136 aislados, es decir al 

78% de los aislados estudiados. 

 

Figura 20. Representación del grupo mayoritario por patotipos en aislados clínicos 

 

   

 

 

 

 

 

 

La característica más importante de este grupo, es la de estar integrado por  

patotipos en los que se detecta un elevado número de factores de virulencia. En concreto, 

en el patotipo uno (29,5%) se detectan todos los factores estudiados, en el patotipo dos 

(22%) todos los factores excepto fyuA, en el patotipo doce (7,5%) todos excepto cvi, en el 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

107 
 

patotipo trece (6,9%) todos excepto tsh y en el patotipo cuatro (6,3%) todos excepto iucC. 

La única excepción es el patotipo siete (6,3%), en el que sólo se detectan dos factores de 

virulencia, fimC y cvi. 

Al comparar los porcentajes obtenidos de cada uno de los patotipos dentro del 

grupo mayoritario, existe una notable diferencia. Dos de los seis patotipos representan  

conjuntamente al 51,5% del total de los aislados, son el patotipo uno (en el que se 

detectan todos los factores de virulencia) y el dos (sólo falta el factor fyuA). Su 

característica común es estar integrados por un elevado porcentaje de factores de 

virulencia. 

 Por tanto, se puede apreciar como el número de factores de virulencia y su 

implicación en cuadros clínicos de colibacilosis es importante y frecuente (Skyberg et al., 

2003; Ewers et al., 2005). El mayor porcentaje lo hemos obtenido en aquellos patotipos en 

los que se han detectado cinco y seis de los factores estudiados (Tabla 18) con un 42,8% y 

29,5% respectivamente. 

  

Tabla 18. Distribución de los aislados clínicos de E. coli según el número de factores detectados 

Número de factores de virulencia 
detectados 

Número de aislados % del total de 
aislados 

6 51/173 29,5% 

5 74/173 42,8% 

4 16/173 9,2% 

3 18/173 10,4% 

2 11/173 6,3% 

1 3/173 1,7% 

0 0/173 - 

 

Aunque el patotipo nº 7 no haya sido de los más relevantes en los aislados clínicos 

en cuanto al número de factores detectados, posteriormente comprobaremos su 

implicación en los aislados de origen fecal, siendo el más prevalente ya que se determinó 

en el 33,5% de los casos.   

El hecho de que encontremos el mismo patotipo en muestras clínicas y fecales, 

podría explicarse con algunas de las posibles vías de transmisión de la colibacilosis, 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

108 
 

mencionadas entre otros por Landam et al., (2006) que describe en su trabajo las 

siguientes vías de infección:  

o A partir de partículas contaminantes (de origen fecal) en suspensión que 

infectarían el aparato respiratorio de las aves y a partir de este punto se 

diseminarían por el organismo, produciendo una infección general o 

septicemia. Esta vía de infección sería la más aceptada en la colibacilosis aviar.  

o También se han descrito otras rutas de infección como la diseminación de E. coli 

desde el lumen intestinal y por contaminación fecal ascendente a través de la 

cloaca y traspaso hacia el oviducto. 

 

Es muy importante destacar que la mayor parte de los factores de virulencia se 

encuentran localizados en elementos genéticos transferibles, plásmidos y trasposones. 

Debido a este hecho, los patotipos considerados a priori como los más comunes 

implicados en casos clínicos de colibacilosis, podrían verse desplazados por otros menos 

frecuentes, ya que el número de genes de virulencia y sus posibles combinaciones son 

muy elevadas (Khac et al., 2006).  

Aunque todos los factores de virulencia son importantes en el desarrollo de la 

colibacilosis, parece que no existe un factor concreto que sea indispensable para la 

patogenicidad. El número de factores implicados y las posibilidades de combinación 

entre éstos es lo que aumentaría la virulencia (Tivendale et al., 2004). 

 

4.2.1.3. Correlaciones entre los factores de virulencia  detectados 

 

Según los resultados obtenidos, se puede comprobar la existencia de un elevado 

número de combinaciones entre los factores de virulencia estudiados. Al igual que en 

nuestro caso, McPeake et al., (2005) y Kawano et al., (2006) hacen referencia a este hecho.  

Por este motivo, únicamente se han valorado (teniendo en cuenta la totalidad de 

aislados clínicos) las combinaciones de factores incluídas en el grupo mayoritario 

establecido (ver apartado 4.2.1.2.),  por ser las más frecuentemente representadas. La 

combinación fimC+ iss también se analizó en esta valoración por su alta implicación.  

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

109 
 

Tabla 19. Distribución de los aislados clínicos de E. coli según las combinaciones de 

factores obtenidas 

Nº de factores detectados Combinación de factores Nº de aislados % (del total) 

6 fimC + fyuA + iss + iucC + tsh+ cvi 51 29,5% 

5 

fimC + iss + iuc C+ tsh + cvi 89 (38 + 51) 51,5% 

fimC + fyuA + iss + iucC + tsh 64 (13 + 51) 37% 

fimC + fyuA + iss + iucC + cvi 63 (12 + 51) 36,4% 

fimC + fyuA + iss + tsh + cvi 62 (11 + 51) 35,8% 

2 
fimC + cvi 

fimC + iss 

144 

149 

83,2% 

86,1% 

 

Los porcentajes de cada una de las combinaciones de factores se ha calculado 

teniendo en cuenta la totalidad de aislados. 

Como se puede observar en la tabla anterior (Tabla 19), la combinación más 

frecuente es aquella en la que se detectan los factores fimC + iss + iucC + tsh + cvi. Esta 

asociación se presenta en más de la mitad de los aislados estudiados (51,5%). De un 

modo significativo se han obtenido otras combinaciones integradas por un elevado 

número de factores de virulencia. 

La combinación más frecuente de dos factores es la asociación fimC + iss, ha sido 

determinada en el 86,1% de los aislados. Este porcentaje es similar al obtenido por Ewers 

et al., (2004) y McPeake et al., (2005), que fue del 78,7%, sugiriendo un papel altamente 

importante de estos dos factores en la patogénesis de la colibacilosis.  

También resulta interesante la combinación de los factores fimC + cvi, integrantes del 

patotipo siete (que forma parte del grupo mayoritario). Ha sido detectada en la gran 

mayoría de los aislados clínicos, en el 83,2%. Ewers et al., (2004), obtuvieron un 

porcentaje inferior de esta combinación del 60,7%.  

El 79,3% de los aislados estudiados por Janben et al., (2001), presentaron la 

combinación de los factores fimC + iucC + tsh. En nuestro caso, este porcentaje fue del 

61,3%.   

Si realizamos una comparación entre nuestros resultados y los obtenidos por Ewers 

et al.,( 2004) vemos como, en general, nuestros porcentajes en cuanto a la asociación de 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

110 
 

los factores tsh/iucC (61,3%), iucC/iss  (72,2%) e iucC/cvi (61,9%), son muy similares a los 

obtenidos en su estudio, siendo éstos del 52,7%, 70,7% y 62,7% respectivamente. Estos 

porcentajes son inferiores en el trabajo desarrollado por Delicato et al., (2003), en el que 

obtuvieron los siguientes resultados: 38,5%, 31,0% y 35,0% respectivamente. 

En resumen, vemos que existe una gran variedad y número de factores de virulencia 

implicados en la colibacilosis y por tanto, las posibilidades de combinaciones entre éstos 

incrementan la variabilidad y diversidad de E. coli.     

En concordancia con nuestros resultados encontramos los obtenidos por Mokady et 

al., (2005) donde sugieren que cada uno de los pasos de los que consta la infección por E. 

coli, podría deberse a un número elevado y variable de factores de virulencia, indicando 

la existencia de un sistema combinado de ellos y la necesidad de una múltiple expresión 

para alcanzar la patogenicidad. 

Tivendale et al., (2004) resalta la importancia de las combinaciones de factores, 

siendo éstas las responsables del incremento de la virulencia. 

   

4.2.2.  Muestras de origen fecal 

 

Tras la determinación de los factores de virulencia seleccionados, se obtuvieron un 

total de 25 patotipos distintos, lo que indica una vez más la gran variabilidad existente 

en los aislados de E. coli. Cada uno de los patotipos, representa una combinación de 

factores de virulencia detectados diferente (Delicato et al., 2003). En la siguiente tabla  

(Tabla 20) se muestran los patotipos obtenidos, así como el número de aislados fecales 

incluido en cada uno de ellos. 

 

 

 

 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

111 
 

Tabla 20. Representación de los patotipos obtenidos y el número de aislados fecales de E. coli 

incluídos en cada uno de ellos  

FACTORES DE VIRULENCIA       

fimC fyuA iss iucC tsh cvi PATOTIPO Nº aislados Porcentaje 

+ - - - - + 7 48 33,6% 

+ - + - - + 5 18 12,5% 

+ - + + - + 19 10 7,0% 

+ + + + + + 1 9 6,3% 

+ - - + - + 24 6 4,2% 

- - + - - + 27 6 4,2% 

- - - - - + 25 6 4,2% 

+ - - - - - 10 5 3,5% 

- - - + - + 26 4 2,8% 

+ - + + + + 2 4 2,8% 

+ + - - + + 22 4 2,8% 

- - + + - + 29 4 2,8% 

+ - - - + + 18 3 2,1% 

+ + + + - + 13 2 1,4% 

+ - + - + - 28 2 1,4% 

+ + + - + - 21 2 1,4% 

+ + - + - + 23 2 1,4% 

+ + - - - + 35 1 0,7% 

- + - + - + 34 1 0,7% 

- - + - + - 33 1 0,7% 

+ + - - - - 32 1 0,7% 

+ + - + + + 36 1 0,7% 

+ - - - + - 14 1 0,7% 

- - - - + + 37 1 0,7% 

- - - - - - 38 1 0,7% 

 

 

4.2.2.1. Análisis de los factores de virulencia estudiados 

 

En general, se aprecia un porcentaje de detección factores de virulencia inferior al 

obtenido en los aislados de origen clínico (Tabla 21), a excepción de los factores cvi y 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

112 
 

fimC que se detectaron en gran proporción,  90,9% y 83,2% respectivamente. Este último 

factor, cvi, incluso superó al obtenido en los aislados clínicos.  

A continuación, se detallan los resultados obtenidos de cada uno de los factores 

independientes: 

 

Tabla 21. Porcentaje de detección de cada factor de virulencia en aislados de origen fecal 

Factor de Virulencia Descripción Número de aislados Porcentaje 

cvi Gen de la inmunidad a la Colicina V 130/143 90,9% 

fimC Fimbria tipo 1 119/143 83,2% 

iss Supervivencia aumentada en suero 58/143 40,5% 

iucC Gen del operón aerobactina 43/143 30,0% 

tsh Hemaglutinina termosensible 28/143 19,5% 

fyuA Receptor yersiniabacina 22/143 15,4% 

 

 

1. Factor de virulencia fimC 

 

El porcentaje de detección del factor fimC ha sido del 83,2%, resultado coincidente 

con Vandekerchove et al., (2005) que detectaron este factor en un 84% de los aislados. 

Valores superiores fueron obtenidos por Delicato et al., (2003) y Kawako et al., 2006, 

fueron del 92% y del 93,3% respectivamente. El valor más elevado en cuanto a la 

detección de este factor ha sido del 99,0%, obtenido por Siek et al., (2005).  

Resultados inferiores a nuestro porcentaje, han sido logrados por Wooley et al., 

(1992), obtuvo un 57,5% y McPeake et al., (2005) y Johnson et al., (2006), del 26,7% y 26,1% 

respectivamente. 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

113 
 

2. Factor de virulencia iss 

 

Hemos obtenido un porcentaje de detección del 40,5%.  Nuestro resultado es muy 

parecido a los obtenidos por: Vandekerchove et al., (2005), donde el porcentaje fue del 

48% y, algo inferior por Ewers et al., (2005), del 33,3%. 

El porcentaje más elevado dentro de la bibliografía consultada ha sido el obtenido 

por Kawano et al., (2006) fue del 63,3%. En contraste, valores claramente inferiores han 

sido logrados por Siek et al., (2005), quienes detectaron este factor en el 18,3% de los 

aislados y McPeake et al., (2005) y Delicato et al., (2003) donde los porcentajes fueron del 

17,8% y del 16% respectivamente. 

 

3. Factor de virulencia iucC 

 

El porcentaje de detección en nuestro estudio ha sido del 30,0%, resultado muy 

similar a los obtenidos por Ewers et al., (2005), donde el porcentaje de detección fue del 

33,3% y Vandekerchove et al., (2005), del 32%. En contraste, McPeake et al., (2005), obtuvo 

un porcentaje muy superior al nuestro, 95,6%, igual que Siek et al., (2005), Wooley et al., 

(1992), Ngeleka et al., (2002) y Kawano et al., (2006), quienes obtuvieron porcentajes del  

74,0%, 75%, 63,5% y 50% respectivamente. En el trabajo llevado a cabo por  Delicato et al., 

(2003), sólo consiguieron un porcentaje de detección del 12%. 

 

4. Factor de virulencia tsh 

 

El factor de virulencia tsh se ha detectado en el 19,5% de los aislados. Este factor se 

detecta en general en baja proporción, Delicato et al., (2003), Ewers et al., (2005) y Maurer 

et al., (1998), obtuvieron porcentajes de detección del 4%, 0% y 0% respectivamente. 

Ngeleka et al., (2002), Vandekerchove et al., (2005), Siek et al., (2005), Johnson et al., (2006) 

y Kawano et al., (2006), obtuvieron valores superiores,  51,9%, 40%, 41,3%, 40,7% y 33,3%. 

El mayor porcentaje fue obtenido por McPeake et al., (2005) y fue del 93,3%, este 

resultado difiere con todos los estudios anteriores. 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

114 
 

5. Factor de virulencia cvi 

 

En nuestro estudio obtuvimos un porcentaje de detección del 90,9%, porcentaje muy 

similar al obtenido por McPeake et al., (2005), que fue del 82,2%. Los valores de detección 

de este factor son muy elevados, tanto en los aislados fecales como en los clínicos. 

En otros estudios, este porcentaje ha sido inferior, Wooley et al., (1992), obtuvo un 

47,5%, Vandekerchove et al., (2005), un 36%, Kawano et al., (2006), un 13,3%, Delicato et 

al., (2003), un 10% y Siek et al., (2005), Blanco et al., (1997) y Ewers et al., (2005), 

obtuvieron los porcentajes más bajos, 9,6%,7% y 0% respectivamente. 

 

6. Factor de virulencia fyuA 

 

Hemos obtenido un porcentaje de detección del 15,4%. Nuestro resultado es inferior 

a los obtenidos por Vandekerchove et al., (2005), Siek et al., (2005) y Kawano et al., (2006) 

que fueron del 44%, 32,7% y 26,6% respectivamente. 

 

Según estos resultados, y en coincidencia con numerosos autores (Pfaff-McDonough 

et al., 2000, Delicato et al., 2003, Vandekerchove et al., 2005, McPeake et al., 2005, Wooley 

et al., 1992 y Johnson et al., 2006), se extrae la idea de que en los aislados fecales la 

detección de los factores de virulencia es inferior y no es tan constante como en el caso 

de los aislados clínicos. Existen notables diferencias en cuanto a los porcentajes de 

detección obtenidos en los diferentes estudios consultados, pudiendo encontrar valores 

muy elevados en unos casos e incluso ausencia de detección en otros. 

 

4.2.2.2. Cuantificación de la detección de factores de virulencia 

 

A pesar del elevado número de patotipos obtenido, igual que en el caso de los 

aislados clínicos, destaca la presencia de un grupo mayoritario formado por cuatro de 

ellos (Figura 21). El punto de corte para establecer este grupo ha sido seleccionar todos 

aquellos patotipos que representen al menos al 5% de los aislados estudiados. Éste 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

115 
 

criterio englobaría un total de 85 aislados fecales, es decir, al 60% de los aislados 

estudiados.  

 

Figura 21. Representación del grupo mayoritario por patotipos en aislados fecales 

 

 

 

 

 

 

 

 

Dentro del grupo mayoritario, existen importantes diferencias en cuanto a la 

distribución de los patotipos. Solamente uno de los patotipos, el nº 7 (en el que se 

detectan fimC y cvi), supera tanto en número de aislados como en porcentaje a la suma 

de los otros tres patotipos integrantes del grupo (1, 5 y 19).  

Si comparamos este grupo con el establecido en el caso de los aislados clínicos, se 

pueden apreciar patotipos que representan un menor número de factores de virulencia, a 

excepción del patotipo nº 1 donde se detectan todos. Por tanto, el número de factores de 

virulencia más frecuente en los aislados fecales (Tabla 22), han sido aquellos en los que 

se han detectado dos (43,3%) y tres (24,5%) de los factores estudiados. 

 

 

 

 

 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

116 
 

Tabla 22. Distribución de los aislados fecales de E. coli según el número de factores detectados.  

Número de factores detectados Número de aislados Porcentaje 

6 9/143 6,3% 

5 7/143 4,9% 

4 18/143 12,6% 

3 35/143 24,5% 

2 62/143 43,3% 

1 11/143 7,7% 

0 1/143 0,7% 

 

 

La idea principal que podemos obtener con estos resultados, es que el número de 

factores de virulencia detectados en los aislados fecales es bajo (Skyberg et al., 2003; 

Ewers et al., 2005). Es importante destacar la presencia del patotipo nº 7, que forma parte 

también del grupo mayoritario clínico, y la contribución del patotipo nº 1. Aunque éste 

no sea muy representativo en los aislados fecales, se ha determinado en el 6,3% de los 

casos e integra todos los factores de virulencia estudiados.  

Es muy importante recordar una vez más, que la mayor parte de los factores de 

virulencia pueden transferirse de unas cepas a otras (Khac et al., 2006). Por este motivo, 

los patotipos considerados a priori como los más comunes implicados en casos clínicos de 

colibacilosis, podrían verse desplazados por otros menos frecuentes y viceversa. 

 

4.2.2.3.  Correlaciones entre los factores de virulencia detectados 

 

Según los resultados obtenidos, se puede apreciar la existencia de un elevado 

número de combinaciones entre los factores de virulencia. De este modo, para estudiar 

dichas correlaciones, sólo valoramos (teniendo en cuenta la totalidad de aislados) las 

representadas en el grupo mayoritario establecido (ver apartado 4.2.2.2).   

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

117 
 

 Tabla 23. Distribución de los aislados fecales de E. coli según las combinaciones de factores 

obtenidas 

Nº de factores detectados Combinación de factores Nº de aislados % (del total) 

4 fimC + iss + iucC + cvi 25 17,5 % 

3 fimC + iss + cvi 43 30% 

2 fimC + cvi 108 75,5% 

 

Según este análisis (Tabla 23), la combinación de los factores fimC +cvi es la más 

frecuente entre los aislados fecales, detectándose en el 75,5% de los aislados estudiados. 

Esta combinación es, así mismo, la más frecuentes en los aislados clínicos. 

 La detección de esta correlación en tan alto porcentaje en los aislados fecales podría 

significar la existencia de un probable reservorio de cepas con unas características 

“potencialmente” patógenas. 

A diferencia de los resultados obtenidos en los aislados clínicos, en la bibliografía 

consultada no ha sido fácil encontrar estudios de combinaciones de factores en aislados 

fecales.  

Sin embargo, sí se han realizado numerosos estudios comparativos de las 

frecuencias de detección de factores entre ambos, observando porcentajes superiores en 

los aislados patógenos (Wooley et al., 1992; Pfaff-McDonough et al., 2000; Delicato et al., 

2003; McPeake et al., 2005; Vandekerchove et al., 2005 y Johnson et al., 2006). 

 

4.2.3.  Comparación entre la detección de factores de virulencia en 

aislados clínicos y fecales 

 

Según nuestros resultados, el factor de virulencia fimC ha sido el único detectado en 

un elevado porcentaje en los dos tipos de muestras, siendo del 98,8% en las muestras 

clínicas y del 83,2% en los aislados de origen fecal. La diferencia entre ambos valores se 

considera estadísticamente significativa. Podría tratarse de un factor indispensable para 

el desarrollo de la acción patógena de E. coli, manifestando así la importancia de la 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

118 
 

capacidad de adhesión que deben poseer las cepas aviares de E. coli para iniciar el 

proceso de infección a nivel respiratorio (La Ragione et al., 2000). 

Para establecer la comparación estadística entre los factores de virulencia según su 

origen, se ha planteado la hipotesis inicial de que la probabilidad de su detección es 

superior en los aislados clínicos que en los de origen fecal (Tabla 24). En todos los casos 

se cumple esta hipótesis a excepción del factor cvi, en el que la probabilidad de detectarlo 

es significativamente superior en los aislados fecales que en los clínico. Este hecho podría 

ser debido a que la producción colicinas es más necesaria a nivel intestinal que a nivel 

sistémico, por una cuestión de competencia entre cepas de E. coli.  

 

Tabla 24. Comparación estadística entre los porcentajes de detección de cada factor de 

virulencia  dependiendo de su origen (fecal o clínico) 

Factor de Virulencia Porcentaje 
aislados clínicos 

Porcentaje 
aislados fecales 

Valor p 

cvi 62,4% 90,9% P<0,0001 

fimC 98,8% 83,2% P<0,0001 

iss 87,3% 40,5% P<0,0001 

iucC 74,6% 30,0% P<0,0001 

tsh 72,8% 19,5% P<0,0001 

fyuA 55,5% 15,4% P<0,0001 

 

Al igual que en el caso anterior, los factores fyuA, iss, iuC y tsh han sido detectados 

en mayor proporción en los aislados clínicos que en los de origen fecal, aunque las 

diferencias entre ambos grupos son mucho mayores. Así, el factor fyuA se ha detectado 

en un 55,5% en los aislados clínicos y en un 15,4% en los fecales; iss en un 87,3% y 40,5%; 

iucC en el 74,6% y 30,0% y tsh en el 72,8% y 19,5%.  

En coincidencia con nuestros resultados, encontramos los estudios realizados por 

Wooley et al., (1992), Pfaff-McDonough et al., (2000), Delicato et al., (2003), McPeake et al., 

(2005), Vandekerchove et al., (2005) y Johnson et al., (2006), en los que se confirma la idea 

de una mayor detección de factores de virulencia en los aislados clínicos. 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

119 
 

Así, al igual que en nuestro estudio, defienden la participación conjunta de un 

elevado número de factores de virulencia en el desarrollo de la colibacilosis. Según los 

datos obtenidos, este hecho podría ser una característica diferencial entre ambos tipos de 

aislados, en la que un mayor número de factores de virulencia podría implicar una 

mayor actividad patogénica.  

Es muy importante destacar la idea transmitida por Vandekerchove et al., (2005) por 

la que se sugiere que ningún factor de virulencia estudiado ni sus posibles 

combinaciones son exclusivas de los aislados clínicos responsables de los brotes de 

colibacilosis. Señala la posibilidad de que factores medioambientales así como otros 

factores de virulencia no incluidos en su estudio, pudieran desencadenar la aparición de 

un brote. 

El hecho de no detectar ninguno de los factores de virulencia estudiados no implica 

ausencia de patogenicidad, ya que los aislados podrían presentar otros factores no 

incluidos en este estudio (Delicato et al., 2003).  

 

4.3.  DETERMINACIÓN DEL ANTÍGENO SOMÁTICO: 

SEROGRUPOS 

 

Unicamente se realizó la determinación del antígeno somático en los aislados 

clínicos. Debido a la gran diversidad de resultados obtenidos, se decidió no ampliar este 

estudio con los aislados fecales.  

Los resultados obtenidos han sido los siguientes (Tabla 25): se ha determinado el 

serogrupo en 116 aislados, es decir, en el 67% de los casos. También se ha obtenido un 

14,45% (25/173) de aislados “no tipables” (NT) y un 18,49% (32/173) de aislamientos 

denominados “no determinados” (ND), en los que no se pudo determinar el antígeno 

somático con la batería de sueros seleccionada en nuestro estudio. En coincidencia con 

nuestros resultados, autores como Blanco et al., 1994 y Parveen et al., 2001, obtuvieron 

porcentajes del 19% y 22% en el número de aislados en los que no se pudo determinar el 

serogrupo (ND). 

Los 116 aislados tipados se han distribuido en un total de doce serogrupos 

diferentes y de entre todos ellos, hemos establecido la presencia de un grupo mayoritario 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

120 
 

formado por cinco (O78, O88, O1, O20 y O2) que representa el 57,8% del total de los 

aislados clínicos incluidos en el estudio y el 86,2% de los aislados tipables. El criterio 

para establecer este grupo ha sido considerar aquellos serogrupos que representaban al 

menos al 5% del total de aislados.  

 

Tabla 25. Distribución de los aislados clínicos de E. coli según los serogrupos obtenidos 

Serogrupo Número de aislados  
Porcentaje  

(del total de aislados) 

Porcentaje 

(de los tipados) 

O78 

O88 

O1 

O20 

O2 

38 

26 

16 

11 

9 

22% 

15% 

9,2% 

6,3% 

5,2% 

32,8% 

22,4% 

13,8% 

9,5% 

7,7% 

O8 4 2,3% 3,4% 

O36 3 1,7% 2,6% 

O103 3 1,7% 2,6% 

O9 2 1,1% 1,7% 

O17 2 1,1% 1,7% 

O11 1 0,6% 0,9% 

O115 1 0,6% 0,9% 

NT 25 14,4% - 

ND 32 18,5% - 

TOTAL 173   

 

Según los datos obtenidos, el número de serogrupos implicados en los cuadros 

clínicos de colibacilosis aviar, es relativamente elevado. Nuestros resultados coinciden 

con multitud de autores (Gross, 1958; Sojka y Carnaghan, 1961; Cheville y Arp, 1978; 

Caugant et al., 1985; Cloud et al., 1985; Achtman y Pluschke, 1986; Whittam y Wilson, 

1988; Glunder, 1990; Vidotto et al., 1990; White et al., 1990; Dozois et al., 1992; Allan et al., 

1993; Messier et al., 1993; Peighambari et al., 1995; Blanco et al., 1998; Dho-Moulin et al., 

1999; Gomis et al., 2001; Janben et al., 2001; da Silveira et al., 2002; Jeffrey et al., 2002; La 

Ragione et al., 2002; Barnes et al., 2003; Delicato et al., 2003; Ewers et al., 2003; Mellata et 

al., 2003; Ewews et al., 2004; Rosario et al., 2004; Ewews et al., 2005; McPeake et al., 2005; 

Mokady et al., 2005; Siek et al., 2005a, 2005b; Vandekerchove et al., 2005; Kawano et al., 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

121 
 

2006) que afirman que aunque ciertos serogrupos (O1, O2 y O78) hayan sido 

considerados como los más frecuentemente implicados en colibacilosis aviar, realmente 

el número de éstos es muy elevado. 

En coincidencia con nuestros datos, otros autores (Jeffrey et al., 2002) señalan la 

presencia de un grupo mayoritario, formado también por cinco serogrupos distintos (O2, 

O5, O8, O15 y O78) que representa al 58% de los aislados estudiados. El porcentaje del 

serogrupo O78 es similar en ambos estudios, 18% frente al 22% y en el caso del 

serogrupo O2 la diferencia es mayor, 27% frente a nuestro 5,2%. De cualquier modo, dos 

de los tres serogrupos considerados como los más prevalentes en aislados patogénicos se 

encuentran presentes en dichos estudios. 

Si analizamos únicamente los serogrupos considerados como los más frecuentes 

(O1, O2 y O78), vemos que en nuestro estudio suponen el 36,4% del total de los aislados 

y el 54,3% de los tipados, es decir, representan una proporción importante aunque no 

mayoritaria.  

Sojka y Carnaghan, (1961), establecieron un porcentaje de aislados pertenecientes a 

estos serogrupos bastante variable, entre el 15-61%. Dentro de este intervalo, y en 

coincidencia con ellos, encontramos a Allan et al., (1993) obtuvo un porcentaje del 23%, 

Ngeleka et al., (2002), del 25%, Gomis et al., (2001), del 26,2% y Ewers et al., (2004), 

consiguió el valor más elevado, 49,6%. 

Del total de aislados, el serogrupo más representado es O78 con un porcentaje del 

22%. Este resultado es similar al 18% determinado por Jeffrey et al., (2002), e inferior al 

52% obtenido por Dozois et al., (1992), siendo éste el serogrupo más prevalente en su 

estudio.  

En segundo lugar hemos detectado el serogrupo O88, que engloba al 15% de los 

aislados. Autores como Dho-Moulin et al., (1999) y Gomis et al., (2001) consideran este 

serogrupo como uno de los más frecuentes entre los aislados clínicos aviares. 

A continuación encontramos los serogrupos O1 detectado en el 9,2% de los aislados 

(16/173), O20 en el 6,3% (11/173) y O2 en el 5,2% (9/173). En contraste con lo 

habitualmente considerado, los serogrupos O1 y O2 no han sido los más frecuentes entre 

los aislados clínicos.  

Si comparamos nuestros resultados con la bibliografía existente, observamos una 

elevada variabilidad de resultados en cuanto a los porcentajes obtenidos. Lo que se 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

122 
 

mantiene constante es la idea de que aquellos serogrupos considerados como los más 

frecuentes, se han visto desplazados en mayor o menor grado por otros. Así, Siek et al., 

(2005a), afirman que sólo el 5% de los aislados serotipables analizados pertenecían a los 

serogrupos O78 y O2, el resto se encontraba distribuido en numerosos serogrupos. 

Resultados similares fueron obtenidos por McPeake et al., (2005), donde el 45,6% de los 

aislados pertenecían al serogrupo O78 y el 15% al O2. Vandekerchove et al., (2005), el 

60% de los aislados procesados pertenecían al serogrupo O78 y el 12,5% al O2. Cloud et 

al., (1985), identificaron 37 serogrupos diferentes, O2 fue el más representativo con el 

29% de los aislados, y O78 el 12%. Barnes et al., (2003), el 15% de los aislados pertenecía a 

los serogrupos O1, O2, O35, O36 y O78. 

Whittam y Wilson, (1988), detectaron 15 serogrupos diferentes a partir de 74 

aislados clínicos, distribuyéndose principalmente en los serogrupos O2 (59%), O35 (5%) 

y O78 (5%). Dozois et al., (1992), determinaron 16 serogrupos a partir de 112 aislados, los 

más prevalentes fueron O78 (52%) y O1 (6%).  

Rosario et al., (2004), obtuvieron un 85% de aislados tipables distribuidos en los 

serogrupos O19 (12%), O84 (9%), O8 (6%) y O78 (5%). Los resultados del estudio 

realizado por Knöbl et al., (2001) en avestruces, fueron los siguientes: el 50% de los 

aislados pertenecía al serogrupo O2, el 25% al O78, el 12,5% al O9 y el 12,5% al O21.  

Monroy et al., (2005), obtuvieron un 20% de aislados pertenecientes al serogrupo O2, 

el 16,6% al O78, el 13,3% al O5, el 6,6% al O53 y el 3,3% al O1, O36 y O45. 

   

4.3.1.   Correlación entre el serogrupo y los factores de virulencia 

detectados en los aislados clínicos 

 

Se ha realizado un estudio comparativo entre los patotipos y serogrupos en 

búsqueda de una posible relación entre ambas caracterizaciones, cuyos resultados se 

expresan a continuación (Tabla 26): 

 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

123 
 

Tabla 26. Correlación entre serogrupos y patotipos en los aislados clínicos de E. coli 

    FACTORES DE VIRULENCIA 

Serogrupo Nº aislados Patotipo Nº aislados fimC fyuA iss iucC tsh cvi 

O78 38 1 28 (73, 6%) + + + + + + 

  2 5 + - + + + + 

  13 4 + + + + - + 

  15 1 + + + - - + 

O88 26 2 23 (88, 4%) + - + + + + 

  5 1 + - + - - + 

  6 2 + - + - + + 

O1 16 1 1 + + + + + + 

  4 7 + + + - + + 

  12 1 + + + + + - 

  13 4 + + + + - + 

  35 1 + + - - - + 

  5 1 + - + - - + 

  6 1 + - + - + + 

O20 11 1 11 (100%) + + + + + + 

O2 9 1 8 (88, 8%) + + + + + + 

  23 1 + + - + - + 

O8 4 7 2 + - - - - + 

  15 1 + + + - - + 

  24 1 + - - + - + 

O36 3 2 1 + - + + + + 

  7 1 + - - - - + 

  10 1 + - - - - - 

O103 3 2 2 + - + + + + 

  8 1 + - - + + + 

O9 2 5 1 + - + - - + 

  7 1 + - - - - + 

O17 2 5 2 + - + - - + 

O11 1 10 1 + - - - - - 

O115 1 11 1 + - + + + - 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

124 
 

Para valorar los resultados no se han tenido en cuenta los aislados NT ni los ND. 

Debido a la elevada diversidad de serogrupos obtenidos, sólo se han analizado aquellos 

considerados en el punto anterior como mayoritarios (O78, O88, O1, O20 y O2). 

En el caso de los serogrupos O78, O20 y O2 hay un claro predominio del patotipo nº 

1. Se puede observar, como a pesar de que el serogrupo O78 esté integrado por cuatro 

patotipos diferentes, es el patotipo 1 el que representa una mayor proporción de 

aislados, el 73,6%. En el serogrupo O20, todos los aislados pertenecen a este mismo 

patotipo y en el caso del serotipo O2, el 88,8% de los aislados, también se engloban en 

este patotipo nº 1. 

En el serogrupo O88, el 88,4% de los aislados pertenecen al patotipo nº 2, y la única 

excepción donde no predomina nungún patotipo es el serogrupo O1, formado por siete 

patotipos diferentes. 

En consecuencia, los serogrupos O78, O88, O20 y O2 se caracterizan por estar 

integrados, en su gran mayoría, por aislados en los que se han determinado todos los 

factores de virulencia estudiados (patotipo nº 1) o todos excepto el factor fyuA (patotipo 

nº 2). 

Según los resultados obtenidos, se podría vincular sólo en cierto modo, un 

serogrupo con un patotipo determinado. Sólo con analizar el serogrupo de un aislado 

clínico, podríamos estimar el patotipo más probable. Si obtuviéramos un aislado del 

serogrupo O20, lo relacionaríamos casi con seguridad con el patotipo nº 1; si fuera O78, 

el aislado tendría un 73,6% de probabilidad de pertenecer a este mismo patotipo y si 

fuera del O2, la probabilidad sería del 88,8%. Lo mismo ocurriría con el serogrupo O88, 

en el 88,4% de los casos cabría esperar que el aislado perteneciera al patotipo nº 2. En 

coincidencia con nuestros resultados, Khac et al., (2006) confirman las elevadas 

posibilidades de asociación entre serogrupos y patotipos.  

Ewers et al., (2004), obtuvieron seis patotipos diferentes entre los aislados del 

serogrupo O1, trece en los aislados del serogrupo O2 y nueve en los del serogrupo O78. 

En los aislados donde no se determinó el serogrupo, el 50%, obtuvieron 34 patotipos 

diferentes. Mokady et al., (2005), observaron diferencias en cuanto a la detección de 

factores de virulencia entre las cepas pertenecientes a cada uno de los serogrupos O2 y 

O78, a pesar de poder provocar cuadros clínicos muy similares. Resultados similares 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

125 
 

fueron demostrados Knöbl et al., (2001). Por tanto, se evidencia la dificultad de 

correlación entre ambos parámetros. 

Con todos estos resultados, es difícil vincular un serogrupo determinado a una 

mayor virulencia, por lo que esta técnica no debería ser considerada como la única 

herramienta diagnóstica para la caracterización de APEC (Coimbra et al., 2000). Al igual 

que en nuestro caso, Ewers et al., (2004; 2005) sugieren en sus estudios la aplicación otras 

técnicas complementarias en el diagnóstico; Tamaki, et al., (2005), indican también las 

limitaciones de ésta técnica para la identificación de E. coli causantes de diarrea ya que 

sólo sería útil  en un escaso número de serogrupos.  

Se han realizado varias experiencias para la prevención de la colibacilosis mediante 

vacunas en las que se han incluído los serogrupos O1, O2, O35 y/o O78 (Deb y Harry, 

1978; Rosenberg et al., 1985; Melamed et al., 1991; Kwaga et al., 1994). Según nuestros 

resultados, y en vista del elevado número de serogrupos detectados, sólo podríamos 

apoyar la idea de la gran dificultad a la hora de elaborar este tipo de vacunas. 

Gyimah et al., (1986), Dho-Moulin, (1993) y Blanco et al., (1998) sugieren en sus 

estudios una mayor efectividad de autovacunas elaboradas con diversos tipos de 

factores de adhesión  o adhesinas. Esto podría impedir los primeros estadíos de la 

enfermedad, gracias a la adhesión de E. coli al epitelio respiratorio de las aves. 

De todo lo anteriormente descrito, se puede concluir que parece existir una cierta 

correlación entre los serogrupos y patotipos determinados, pero en ningún caso lineal, 

solo presuntiva, por lo que la caracterización de cepas clínicas debería incluir otras 

técnicas complementarias para ser más adecuada y completa. 

 

 

 

 

 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

126 
 

4.4.  CARACTERIZACIÓN MEDIANTE ELECTROFORESIS DE CAMPO 

PULSADO (PFGE): PULSOTIPOS 

  

4.4.1.  Estudio mediante Pulsed Field Gel Electrophoresis (PFGE) de 

los aislados clínicos 

 

Para que un método de caracterización sea considerado válido debe ser capaz de 

tipar al menos el 90% de las cepas bacterianas (Maslow et al., 1993). Se ha analizado la 

totalidad de aislados clínicos de E. coli, obteniendo un 90,75% de los aislamientos 

tipables, lo cual demuestra la validez de esta técnica para su utilización en estudios de 

caracterización de cepas de E. coli aviares. También confirma los datos de Kawano et al., 

(2006) quienes obtuvieron un porcentaje de cepas tipables del 100%.  

Además, este método mostró un poder discriminatorio superior al de otras técnicas, 

como las fenotípicas, permitiendo diferenciar entre aislados que mostraron un mismo 

perfil bioquímico, hecho ya observado por otros autores en otros grupos bacterianos 

(Privitera et al., 1998; Nazarowec y Farber, 1999; Vela et al., 2000). 

Tras la realización del estudio mediante la técnica de PFGE, se obtuvieron los 

siguientes resultados (Tabla 27): 

 

Tabla 27. Resultados obtenidos mediante PFGE en aislados clínicos 

  PERFILES DE RESTRICCIÓN  

E. coli estudiados E. coli tipados UNICO MÚLTIPLE Total perfiles 

173 157/173 (90,75%) 44/72 (61,1%) 28/72 (38,8%) 72 

  

Los 157 aislados se englobaron en un total de 72 patrones de restricción diferentes. 

Se obtuvieron 44 perfiles únicos (incluían un único aislamiento cada uno) por mostrar 

patrones de bandas altamente diferenciados y los 28 perfiles restantes fueron perfiles de 

restricción múltiple, ya que los patrones de bandas resultaron indistinguibles e incluían 

más de un aislamiento, en concreto, 113 de los 157 aislados tipables. También se 

obtuvieron 16 cepas autolíticas (9,2%) consideradas como no tipables (NT). Estos 

aislados poseen enzimas DNA-asa que digieren el ADN en el proceso de formación de 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

127 
 

los bloques o durante su almacenamiento, por tanto, no se obtiene ningún patrón de 

bandas. 

El hecho de que más de la mitad de los pulsotipos, 44 de los 72 obtenidos (61,1%) 

incluyera un único aislamiento es de nuevo, al igual que las pruebas genotípicas, un 

buen indicativo de la elevada  heterogenicidad existente en los aislados clínicos de E. coli 

estudiados.  

 

Con la finalidad de establecer posibles relaciones genéticas entre los aislados clínicos 

de E. coli, se elaboró un dendrograma simple a partir de los resultados obtenidos en los 

diferentes geles de PFGE (Figura 22). En el siguiente dendrograma (Figura 23) se indican 

todos los perfiles de restricción obtenidos, así como el número de aislamientos incluido 

en cada uno de ellos. Este dendrograma se ha realizado aplicando el método UPGMA. 

 

Figura 22. Gel de PFGE: representación de los distintos patrones de bandas en los aislados 

clínicos; Líneas 1,10, 18 y 27 patrón de peso molecular, líneas 2-9, 11-17, 19-26 cepas de E. coli 

aisladas. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

128 
 

Figura 23. Representación de los perfiles de restricción obtenidos en aislados clínicos por PFGE. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

129 
 

El resultado más concluyente que podemos extraer de este dendrograma (Figura 23) 

es que en general, existe un elevado número de perfiles de restricción. De este modo, es 

muy difícil establecer relaciones claras entre los aislamientos clínicos obtenidos. Se 

puede observar que incluso los aislados implicados en un determinado brote de 

colibacilosis, pertenecen en general a varios pulsotipos, lo que significa que un brote 

puede no estar producido únicamente por una cepa de E.coli, sino por la acción conjunta 

de distintas cepas (ver apartado 4.4.3.) Por tanto, nuestros resultados parecen no 

sustentar  la idea  inicial de que los brotes de colibacilosis aviar se desarrollan por la 

intervención de una única cepa. 

En coincidencia con nuestros resultados, encontramos los estudios desarrollados por 

Kawano et al., (2006), que obtuvieron 21 perfiles de restricción diferentes a partir de 30 

aislados clínicos, de los cuales 15 (71,4%) eran perfiles de restricción únicos y 6 (28,5%) 

fueron perfiles múltiples. Khac et al., (2006) realizaron un estudio mediante PFGE entre 

46 aislados clínicos de E. coli en cerdos, obteniendo 36 perfiles de restricción diferentes 

(78,26%). Este hecho, confirma una vez la elevada diversidad genética entre la población 

de E. coli implicada en casos clínicos de colibacilosis. 

 Moulin et al., (2006), compararon 22 aislados clínicos de origen humano con 16 de 

origen aviar del mismo serotipo, obteniendo 37 perfiles de restricción diferentes. Parveen 

et al., (2001) también demostró una elevada diversidad genética en los aislados de E. coli 

estudiados, al igual que Iguchi et al., (2002) que obtuvo perfiles de restricción diferentes 

en todos los aislados de ECEH estudiados. 

Con nuestros resultados y en coincidencia con la bibliografía consultada, parece 

confirmarse la gran diversidad y heterogeneidad de cepas implicadas en los casos 

clínicos de colibacilosis. 

 

4.4.1.1. Asociación entre los perfiles de restricción obtenidos con el 

serogrupo y el patotipo  

  

o ASOCIACIÓN PULSOTIPO-SEROGRUPO: la siguiente tabla (Tabla 28), 

representa los pulsotipos obtenidos en función de los serogrupos determinados y entre 

paréntesis se muestra el número de aislados incluido en cada pulsotipo.   



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

130 
 

Tabla 28. Distribución de los aislados clínicos en función de los pulsotipos y serogrupos obtenidos 

Serogrupos 
Número de 

aislamientos 

Pulsotipos 

diferentes 
Distribución de los aislados por pulsotipo 

O1 16 7 
34 (2), 12 (2), 16 (7), 11 (1), 51 (1), 18 (1), 19 (1), 

NT (1) 

O20 11 7 23 (3), 37 (2), 11 (2), 24 (1), 25 (1), 62 (1), 29 (1) 

O78 38 9 
59 (3), 56 (3), 61 (5), 50 (8), 42 (5), 53 (3), 68 (1), 

58 (1), 57 (1), NT (8) 

O88 26 9 
28 (2), 40 (3), 39 (12), 41 (3), 44 (2), 8 (1), 43 (1), 

30 (1), 32 (1) 

O2 9 7 3 (2), 9 (2), 13 (1), 14 (1), 15 (1), 69 (1), 70 (1) 

ND 32 21 

66 (3), 5 (2), 21 (2), 10 (3), 8 (1), 53 (1), 46 (5), 2 

(1), 48 (1), 22 (1), 7 (1), 4 (1), 63 (1), 1 (1), 47 (1), 

27 (1), 45 (1), 67 (1), 20 (1), 64 (1), 71 (1), NT (1) 

NT 32 7 
52 (14), 53 (1), 6 (3), 72 (1), 33 (1), 35 (1), 65 (1), 

NT (3) 

O17 2 1 46 (2) 

O8 4 4 38 (1), 60 (1), 49 (1), 36 (1) 

O11 1 1 38 (1) 

O103 3 1 6 (1), NT(2) 

O9 2 2 54 (1), 55 (1) 

O36 3 2 31 (1), 26 (1), NT (1) 

O115 1 1 17 (1) 

TOTAL 173   

 

Según nuestros datos y en el mejor de los casos, un serogrupo se correspondería con 

un pulsotipo concreto con menos del 50% de probabilidad. En el caso del serogrupo O1, 

un 43,75% de los aislados (7/16) pertenecería a un único pulsotipo, el nº 16. Lo mismo 

ocurriría con el serogrupo O88, donde el 46,15% de los aislados (12/26) se englobarían 

en el pulsotipo nº 39.  

Es importante destacar que cuando un mismo pulsotipo engloba diferentes 

serogrupos, puede ser debido a que la enzima utilizada presente un bajo poder 

discriminatorio, por ejemplo, el pulsotipo nº 11 se ha determinado en los serogrupos O1 

y O20. Por tanto, para poder aumentar la capacidad de discriminación se debería haber 

incluido una segunda enzima de restricción. 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

131 
 

Nuestros resultados coinciden en general con los obtenidos por por otros autores. 

Ewers et al., (2004), que a pesar de haber incluído solamente en el estudio los serogrupos 

O1, O2 y O78, no encontraron una relación muy evidente entre estas dos técnicas. 

Kawano et al., (2006) obtuvieron una gran diversidad en cuanto a perfiles de restricción, 

concluyendo que no existe una clara relación entre esta técnica y el serogrupo. Al igual 

que en nuestro estudio, Caugant et al., (1985) y Khac et al., (2006) obtuvieron una elevada 

variabilidad en cuanto al número de perfiles de restricción y a la distribución de los 

serogrupos. Rivas et al., (2006) determinaron una amplia variabilidad genética en las 

cepas de E. coli O157 involucradas en cuadros de SUH, ya que obtuvieron 40 perfiles de 

restricción diferentes a partir de los 66 aislados estudiados. Mora et al., (2006) estudiaron 

las posibles relaciones genéticas entre aislados de E. coli O157:H7, obteniendo 14 perfiles 

de restricción diferentes. Tutenel et al., (2003), obtuvieron perfiles de restricción 

diferentes en el 29% de los aislados de E. coli del serogrupo O157. 

Por tanto, y en coincidencia con la bibliografía consultada, nuestra conclusión más 

relevante en la asociación pulsotipo-serogrupo es que no podemos establecer un nexo 

evidente entre ambos parámetros. Según los datos estudiados, esto hecho se debe 

fundamentalmente al elevado número de perfiles de restricción obtenidos, así como a la 

diversidad de pulsotipos incluidos en cada uno de los serogrupos determinados. 

 

o ASOCIACIÓN PULSOTIPO-PATOTIPO: para la valoración de las posibles 

asociaciones, sólo se han tenido en cuenta los patotipos del grupo mayoritario (1, 2, 4, 7, 

12 y 13). En la Tabla 29, se representan los pulsotipos obtenidos en función de los 

patotipos determinados. Entre paréntesis se muestra el número de aislados 

pertenecientes a cada pulsotipo.   

 

 

 

 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

132 
 

Tabla 29. Distribución de los aislados clínicos en función de los pulsotipos y patotipos obtenidos 

Patotipos 
Número de 

aislamientos 

Pulsotipos 

diferentes 
Distribución de los aislados por pulsotipo 

1 51 20 

11 (2), 13 (1), 14 (1), 15 (1), 24 (1), 23 (3), 25 (1), 42 

(5), 62 (1), 50 (8), 69 (1), 53 (2), 3 (1), 61 (4), 29 (1), 

37 (2), 9 (2), 18 (1), 70 (1), 68 (1), NT (11) 

2 35 16 

31 (1), 32 (1), 44 (2), 6 (2), 8 (2), 43 (1), 63 (1), 40 

(3), 39 (12), 41 (3), 1 (1), 61 (1), 56 (3), 57 (1), 72 

(1), 4 (1), NT (2) 

12 13 2 19 (1), 52 (12) 

13 12 6 11 (1), 34 (1), 12 (2), 53 (2), 66 (3), 59 (3) 

4 11 4 10 (3), 16 (6), 20 (1), 51 (1) 

7 11 10 
22 (1), 7 (1), 36 (1), 55 (1), 5 (1), 49 (1), 45 (1), 67 

(1), 64 (1), 71 (1), NT (1)  

TOTAL 133   

 

Al igual que en el caso anterior, los resultados muestran una gran variación de 

perfiles de restricción dentro de cada uno de los patotipos seleccionados. Existe una 

excepción de difícil justificación en el patotipo nº 12, donde el 92,3% de los aislados 

pertenece al pulsotipo nº 52. 

 Nuestros datos coinciden con Ewers et al., (2004), que defienden la distribución 

aleatoria de genes de virulencia entre los distintos perfiles de restricción ya que no 

pudieron encontrar una clara asociación entre los patrones de distribución de los genes 

de virulencia y los pulsotipos obtenidos mediante PFGE. 

En coincidencia con nuestros resultados, encontramos los estudios comparativos 

(pulsotipo-patotipo) realizados por Someya et al., (2007) que obtuvieron distintos 

patrones de restricción dentro de un mismo pulsotipo y Khac et al., (2006), que 

comprobaron la existencia de patotipos diferentes dentro de un mismo pulsotipo. 

Por tanto, y en coincidencia con la bibliografía consultada, nuestra conclusión más 

relevante en la asociación pulsotipo-patotipo, es que no podemos vincular de un modo 

evidente ambos parámetros. Este hecho podría deberse a la elevada variabilidad en 

cuanto a perfiles de restricción obtenidos, así como a la diversidad de pulsotipos 

incluidos en cada uno de los patotipos determinados.  



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

133 
 

4.4.2.  Estudio mediante Pulsed Field Gel Electrophoresis (PFGE) de 

los  aislados fecales 

 

Sólo se realizó la caracterización de los aislados obtenidos tras procesar las muestras 

de gallinaza tomadas de naves en producción. Debido a la enorme diversidad genética 

obtenida, se decidió no continuar con este tipo de caracterización para el resto de 

aislados fecales, ya que los resultados obtenidos no nos proporcionarían mayor 

información que la obtenida hasta el momento. En nuestro estudio, el 87,5% de los 

aislamientos (28/32) pudieron ser caracterizados por este método.  

Tras la aplicación del PFGE en los 32 aislados fecales, se obtuvieron 25 patrones de 

restricción diferentes, 22 de ellos incluían un único aislamiento (perfiles de restricción 

únicos) y los 3 perfiles restantes incluían más de un aislamiento, en concreto, 6 de los 28 

aislados tipables (Tabla 30). También hemos obtenido 4 aislados NT (12,5%), 

considerados como cepas autolíticas. 

 

Tabla 30. Resultados obtenidos mediante PFGE en aislados fecales 

 

 Con la finalidad de intentar establecer las relaciones genéticas entre los aislados 

fecales de E. coli se elaboró un dendrograma (Figura 24) con los perfiles de restricción 

obtenidos, aplicando el método UPGMA. 

 

 

 

 

 

 

  Perfiles de restricción  

E. coli fecales estudiados Aislamientos tipados Único Múltiple Total perfiles 

32 28 22/25 (88%) 3/25 (12%) 25 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

134 
 

Figura 24. Representación de los perfiles de restricción obtenidos en aislados fecales por PFGE. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

El hecho de que el 88% de los pulsotipos incluyera un único aislamiento, es 

indicativo de una elevada heterogenicidad en los aislados fecales de E. coli.  Igual que en 

los aislados clínicos, este hecho podría explicar la gran diversidad genética detectada 

entre los aislamientos fecales de E. coli.   

Esta característica también ha sido demostrada por diversos autores, como Kariuki 

et al., (1999), que tras el estudio comparativo mediante PFGE entre E. coli aislados de 

niños con cuadros clínicos de diarrea y aislados fecales de origen aviar, obtuvieron una 

gran diversidad de perfiles de restricción. 

En concordancia con estos resultados, Renter et al., (2003) obtuvieron un total de 79 

perfiles de restricción diferentes a partir de 235 aislados de E. coli fecales y de agua.  

Del mismo modo, Kawano et al., (2006) determinaron un total de 29 perfiles de 

restricción diferentes tras procesar 30 aislados de E. coli de origen fecal. El 96,5% de los 

perfiles obtenidos (28/29) incluían una única cepa y el perfil restante (3,44%) dos. Este 

resultado demuestra, una vez más, la gran diversidad genética existente entre los 

aislados de E. coli fecales y la escasa utilidad de esta técnica para su caracterización. 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

135 
 

4.4.3.  Estudio de los brotes mediante las técnicas de PCR, serotipado 

y PFGE 

 

Una vez finalizada la caracterización de los aislados clínicos mediante las técnicas 

seleccionadas en nuestro estudio, detección de factores de virulencia, determinación del 

antígeno somático y caracterización molecular mediante PFGE, nos propusimos realizar 

el análisis independiente de los brotes clínicos de colibacilosis estudiados. 

Se entiende por brote al incremento de la incidencia de una enfermedad infecciosa 

en un lugar determinado durante un periodo de tiempo concreto, que supera el valor 

basal establecido (Tenover et al., 1995; Real Decreto 2210/1995). 

Para poder visualizar de un modo más sencillo los datos y analizar las características 

de cada uno de los brotes, se decidió desarrollar una fórmula en la que se representaran 

los resultados obtenidos mediante las técnicas utilizadas. La fórmula quedaría definida 

como: PULSOTIPO/SEROGRUPO/PATOTIPO. 

De este modo, un aislado sería representado mediante una única fórmula en la que 

se indicarían todas las características establecidas. Así, un aislado con una fórmula del 

tipo X/Y/Z, nos indicaría que representa al pulsotipo “X”, pertenece al serogrupo “Y” y 

presenta un perfil de detección de factores de virulencia o patotipo “Z”. 

Además de los 27 brotes indicados a continuación, integrados por un mínimo de dos 

aislados cada uno de ellos, hay cinco representados por un único aislamiento. Los 

resultados obtenidos no pueden ser comparados con los de estos brotes, y, por tanto, se 

ha decidido no incluirlos en el estudio comparativo. 

Las Tablas 31-33 detallan los brotes clínicos de colibacilosis estudiados así como el 

número de E. coli aislados en cada uno de ellos. También, se representa cada una de las 

fórmulas asignadas a los brotes y el número de E. coli pertenecientes a cada fórmula.  

 

 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

136 
 

Tabla 31. Detalle de las características de los brotes de colibacilosis estudiados (I) 

Brote clínico 
Aislamientos de  

E. coli por brote 
Fórmula asignada (%) 

Aislamientos de        

E. coli por fórmula 

1 6 
42/O78/1 (83,3%) 
31/O36/2 (16,6%) 

5 
1 

2 6 
16/O1/4 (83,3%) 
51/O1/4 (16,6%) 

5 
1 

3 2 61/O78/1 (100%) 2 

4 4 
52/NT/12 (50%) 
52/NT/11 (25%) 
52/NT/6 (25%) 

2 
1 
1 

5 3 
61/O78/1 (75%) 
61/O78/2 (25%) 

2 
1 

6 2 12/O1/13 (100%) 2 

7 4 
3/O2/1 (25%) 
3/O2/23 (25%) 

21/ND/30 (50%) 

1 
1 
2 

8 4 
23/O20/1 (75%) 
9/O2/1 (25%) 

3 
1 

9 2 11/O20/1 (100%)  2 

10 15 

 52/NT/12 (60%) 
34/O1/13 (6,7%) 
34/O1/35 (6,7%) 
66/ND/13 (20%) 
11/O1/13 (6,7%) 

9 
1 
1 
3 
1 

11 4 
59/O78/13 (75%) 
52/NT/12 (25%) 

3 
1 

12 4 
56/O78/2 (75%) 
57/O78/2 (25%) 

3 
1 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

137 
 

 Tabla 32. Detalle de las características de los brotes de colibacilosis estudiados (II) 

Brote clínico 
Aislamientos de  

E. coli por brote 
Fórmula asignada (%) 

Aislamientos de       

E. coli por fórmula 

13 4 

2/ND/18 (25%) 
54/O9/5 (25%) 
60/O8/15 (25%) 
NT/O1/5 (25%) 

1 
1 
1 
1 

14 2 
16/O1/4 (50%) 
16/O1/6 (50%) 

1 
1 

15 2 
58/O78/15 (50%) 
71/ND/7 (50%) 

1 
1 

16 5 

53/ND/22 (20%) 
53/O78/13 (20%) 
53/O78/1 (40%) 
53/NT/13 (20%) 

1 
1 
2 
1 

17 10 

6/NT/8 (10%) 
6/NT/2 (20%) 

6/O103/8 (10%) 
29/O20/1 (10%) 
5/ND/10 (10%) 
47/ND/5 (10%) 
NT/ND/9 (10%) 

NT/O103/2 (20%) 

1 
2 
1 
1 
1 
1 
1 
2 

18 4 

18/O1/1 (25%) 
17/O115/11 (25%) 

19/O1/12 (25%) 
36/O8/7 (25%) 

1 
1 
1 
1 

19 2 
13/O2/1 (50%) 
62/O20/1 (50%) 

1 
1 

20 3 
68/O78/1 (33,3%) 
25/O20/1 (33,3%) 
9/O2/1 (33,3%) 

1 
1 
1 

21 7 

38/O8/24 (14,28%) 
38/O11/10 (14,28%) 
55/O9/7 (14,28%) 

35/NT/15 (14,28%) 
37/O20/1 (28,5%) 
69/O2/1 (14,28%) 

1 
1 
1 
1 
2 
1 

22 4 

24/O20/1 (25%) 
33/NT/29 (25%) 
65/NT/29 (25%) 
49/O8/7 (25%) 

1 
1 
1 
1 

23 2 
63/ND/2 (50%) 
7/ND/7 (50%) 

1 
1 

 
 

 

 

 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

138 
 

Tabla 33. Detalle de las características de los brotes de colibacilosis estudiados (III) 

 

Brote clínico 
Aislados de 

E. coli por brote 
Fórmula asignada (%) 

Aislados de E. coli 

por fórmula 

24 7 

10/ND/4 (42,85%) 
28/O88/6 (28,57%) 
30/O88/5 (14,28%) 
27/ND/6 (14,28%) 

3 
2 
1 
1 

25 42 

39/O88/2 (31%) 
NT/O78/1 (19%) 

46/ND/3 (9,52%) 
50/O78/1 (9,52%) 
40/O88/2 (7,15%) 
NT/O36/7 (2,38%) 
NT/NT/1  (7,15%) 
8/O88/2 (2,38%) 
8/ND/2 (2,38%) 
72/NT/2 (2,38%) 
15/O2/1 (2,38%) 
5/ND/7 (2,38%) 

26/O36/10 (2,38%) 

13 
8 
4 
4 
3 
1 
3 
1 
1 
1 
1 
1 
1 

26 10 

50/O78/1 (40%) 
41/O88/2 (30%) 
48/ND/28 (10%) 
22/ND/7 (10%) 
67/ND/7 (10%) 

4 
3 
1 
1 
1 

27 8 

46/O17/5 (25%) 
44/O88/2 (25%) 

52/ND/2 (12,5%) 
64/ND/7 (12,5%) 
43/O88/2 (12,5%) 
4/ND/2 (12,5%) 

2 
2 
1 
1 
1 
1 

  

 

Una vez procesados los datos, se obtuvieron los siguientes resultados:  

Los doce brotes clínicos indicados en la tabla 30, suponen prácticamente la mitad de 

los brotes estudiados, el 44,5%. Su característica común es la presencia de una cepa 

mayoritaria que se encuentra representada en todos los casos por un porcentaje mínimo 

del 50%. 

Los brotes representados en la tabla 32, suponen el 14,8% de la totalidad de brotes 

estudiados. En todos ellos, se ha observado la existencia de una combinación de dos 

cepas que representan de un modo conjunto un porcentaje mayor o igual al 50% de las 

cepas implicadas. Resulta preciso destacar el elevado número de cepas responsables de 



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

139 
 

ciertos brotes, como en el caso del brote 25, en el que se ha determinado un total de 13 

cepas diferentes (42 aislados). En este caso, solo dos de ellas suponen el 50% del total.   

Por último, en la tabla 31 se detallan los once brotes restantes, que representan el 

40,7% del total de brotes estudiados. Se puede observar la presencia de un elevado 

número de cepas implicadas, sin que exista una clara predominancia de ninguna de 

ellas. Por este motivo, ha sido difícil establecer una hipotética asociación entre el brote y 

la/s cepas más probablemente implicadas como causantes.   

En concordancia con nuestros resultados, Mokady et al., (2005) demuestran la 

existencia de diferencias importantes en cepas responsables de un mismo cuadro clínico, 

por tanto apoyan la idea de la implicación de varias cepas distintas. 

 

Nuestros resultados revelan que aproximadamente el 45% de los brotes de 

colibacilosis estudiados se deben a una cepa mayoritaria, que se encuentra representada 

en todos los casos en un porcentaje mayor del 50% de los aislados. Es decir, en 

apariencia, los brotes de colibacilosis aviar son, en su mayoría y según nuestros datos, 

causados por más de una cepa, lo que va en contra de lo habitualmente aceptado en 

otras enfermedades.  

Con todos estos resultados, se concluye una vez más, la enorme variabilidad, 

diversidad genética y heterogeneidad de las cepas de E. coli responsables de los cuadros 

clínicos de colibacilosis en gallinas ponedoras.  

 

4.5.  DETERMINACIÓN DEL PERFIL DE RESISTENCIA A 

ANTIMICROBIANOS 

 

La colistina (COLIVET®, número de registro 10646) es según la AEMPS, el único 

agente antimicrobiano autorizado en avicultura de puesta frente a la colibacilosis que 

presenta un periodo de supresión o retirada cero en huevo. En nuestro caso, los 

productos (huevos) procedentes de los animales tratados, podrían seguir 

comercializándose con normalidad. Existen otros productos disponibles en el mercado 

que no poseen esta característica, y por tanto, no se utilizan.  



RESULTADOS Y DISCUSIÓN 

140 
 

Por este motivo, nos hemos centrado únicamente en la valoración de los perfiles de 

resistencia o sensibilidad a la colistina.  

Nuestros resultados indican que el 100% (173/173) de los aislados clínicos de E. coli 

incluidos en este estudio presentaron un perfil de sensibilidad a la colistina.  

Se han llevado a cabo numerosos estudios de prevalencia de sensibilidad y 

resistencia bacteriana a un elevado número de antibióticos. En la bibliografía consultada 

destaca la uniformidad de resultados al determinar el perfil de resistencia o sensibilidad 

a la colistina, coincidiendo en general con los datos obtenidos en nuestro estudio.  

Blanco et al., (1997), tras estudiar un total de 301 E. coli clínicos y 167 aislados de 

origen fecal (obtenidosde animales aparentemente sanos) no obtuvieron ningún aislado 

resistente a la colistina. En los estudios llevados a cabo por Filali et al., (1988), y por 

Geornaras et al., (2002), el porcentaje de aislamientos sensibles a la colistina fue del 100%. 

Amara et al., (1995), en un estudio con 258 aislados clínicos de E. coli  obtuvieron una 

proporción de aislados resistentes a la colistina del 0,4%, mientras que en el estudio 

llevado a cabo por Giurov, (1985), el porcentaje fue del 3,94%. 

Nuestros resultados, así como la bibliografía disponible, convierten a la colistina en 

el tratamiento de elección para la colibacilosis aviar. 

 

 



   
 

141 
 

 
 

 

CONCLUSIONES 



   
 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



CONCLUSIONES 

143 
 

PRIMERA 

 

En los casos clínicos de colibacilosis con lesiones aparentes, parece indiferente la 

elección del órgano (hígado, pericardio, ovario, peritoneo, etc.) del que hacer el 

aislamiento, ya que en la mayor parte de estos casos (72,7%) se obtienen cultivos puros a 

partir de cualquiera de ellos. 

 

SEGUNDA 

 

Todos los aislados clínicos de E. coli incluidos en este estudio, han mostrado un 

perfil de sensibilidad a la colistina. Esto confirma que es el tratamiento de elección para 

la colibacilosis. 

 

TERCERA 

 

Se han encontrado una gran cantidad de patotipos, tanto entre los aislados clínicos 

(n=22) como entre los de origen fecal (n=25). Sin embargo, en ambos casos, existe un 

número limitado de patotipos que son mayoritarios. En concreto, seis patotipos abarcan 

el 78,7% de los aislados clínicos (de los cuales, dos patotipos representan el 51,5%), lo 

que parece indicar una cierta predominancia de estos patotipos entre los causantes de 

enfermedad. 

 

CUARTA 

 

La frecuencia de detección de los factores de virulencia estudiados en los aislados 

clínicos ha sido elevada, superior al 50% en todos los casos. En los aisladados de origen 

fecal la detección ha sido, en general, inferior. Los patotipos en los que se han detectado 

cinco y seis factores de virulencia han sido los más frecuentemente obtenidos entre los 

aislados clínicos. Sin embargo, en los aislados de origen fecal, los patotipos en los que se 

han detectado dos y tres factores de virulencia han sido los más frecuentes. 

 



CONCLUSIONES 

144 
 

 

QUINTA 

 

El factor de virulencia cvi, ha sido detectado con una frecuencia significativamente 

superior en los aislados fecales que en los clínicos (90,9% frente a 62,4% 

respectivamente). Este hecho podría ser debido a que la producción de colicinas sea más 

necesaria a nivel intestinal que a nivel sistémico, como mecanismo de competencia y 

supervivencia intraintestinal entre diferentes cepas de  E. coli.  

 

SEXTA 

 

Se ha obtenido un total de doce serogrupos diferentes, lo que revela una gran 

heterogeneidad. No obstante, se podría considerar la existencia de un grupo mayoritario 

formado por cinco, O78, O88, O1, O20 y O2, que representa el 57,8% del total de los 

aislados. Nuestros resultados coinciden en general con otros autores. Los serogrupos 

O78, O88, O20 y O2 se caracterizan por estar integrados, en su mayoría, por aislados en 

los que se han determinado todos los factores de virulencia estudiados (patotipo nº1) o 

todos excepto el factor fyuA (patotipo nº 2). 

 

SÉPTIMA 

 

Los resultados de la técnica de PFGE reflejan una alta heterogeneidad. En los 

aislados de origen clínico, el 61,1% de los pulsotipos obtenidos está integrado por una 

única cepa. Lo mismo sucede con los aislados de origen fecal, donde el 88% de los 

pulsotipos incluyen una única cepa. En general, nuestros resultados coinciden con la 

bibliografía consultada. 

 

 

 

 



CONCLUSIONES 

145 
 

 

OCTAVA 

 

Todas las técnicas empleadas en este estudio, han producido resultados 

altamente heterogéneos. Los discretos agrupamientos sólo se corresponden parcialmente 

entre sí, por lo que parece recomendable el uso de varias técnicas para caracterizar con 

garantías a un aislado. 

 

NOVENA 

 

Aproximadamente el 45% de los brotes clínicos estudiados, se deben a una cepa 

mayoritaria, que representa en cada uno de los casos un porcentaje mayor del 50% de los 

aislados. Por tanto, los brotes de colibacilosis aviar son en su mayoría y según nuestros 

datos, causados por más de una cepa.  

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



   
 

 

 

 



 

147 
 

 
 

 

 

 

 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

RESUMEN



 
RESUMEN 

 

148 
 

 

Objetivos del estudio 

 

El objetivo de esta tesis ha sido realizar la caracterización de aislados de E. coli 

clínicos (responsables de cuadros de colibacilosis en gallinas ponedoras) y fecales. Tras 

llevar a cabo el aislamiento e identificación bioquímica de los aislados, se ha procedido a 

la determinación del serogrupo, patotipo (detección de factores de virulencia por PCR), 

sensibilidad a antimicrobianos y pulsotipo (mediante la técnica de Pulsed Field-Gel 

Electrophoresis, PFGE). Además, se ha realizado un estudio comparativo con aislados de 

origen fecal, en cuanto a la presencia de genes de virulencia y la caracterización 

molecular. 

 

Resultados y conclusión 

 

- Tras la determinación de la presencia de los factores de virulencia seleccionados, 

el 78% de los aislados clínicos se agrupó en seis perfiles diferentes (patotipos), si bien 

existe una elevada heterogeneidad. La característica común ha sido la implicación de un 

elevado número de factores de virulencia, que en el caso de los aislados clínicos ha sido 

superior a los de origen fecal. 

- El 57,8% de los aislados se englobaron en un grupo mayoritario formado por 

cinco serogrupos (O78, O88, O1, O20 y O2). La correlación serogrupo-patotipo ha sido 

difícil de establecer debido a la gran variabilidad obtenida. 

- La caracterización molecular de los aislados clínicos mediante PFGE ha revelado 

la existencia de un elevado número de perfiles de restricción diferentes, incluso dentro 

de un mismo brote. Así mismo, los resultados obtenidos tras la caracterización molecular 

de los aislados fecales confirma la elevada diversidad genética detectada.  

- Por otro lado, la totalidad de aislados clínicos mostró un perfil de sensibilidad a 

la colistina, único antimicrobiano autorizado en  avicultura de puesta frente a E. coli. 

La conclusión más relevante que se puede extraer de los resultados obtenidos, es la 

elevada diversidad y heterogeneidad de las cepas responsables de los cuadros clínicos de 

colibacilosis. Los brotes de colibacilosis estudiados se deben, en aproximadamente el 



 
RESUMEN 

 

149 
 

45% de los casos, a una cepa mayoritaria, que representa un porcentaje mayor del 50% 

de los aislados. Por tanto, los brotes de colibacilosis aviar son en su mayoría y según 

nuestros datos, causados por más de una cepa.  

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



 

 



 

151 
 

SUMMARY 



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



SUMMARY 

 

153 
 

Objectives 

 

The main objective of this study was the characterization of clinical (causing 

colibacillosis in lying hens) and faecal E. coli isolates. After performing the isolation and 

biochemical identification of the strains, analysis of serogroup, antimicrobial sensitivity, 

patotype (detection of virulence factors by PCR) and pulsotype (using Pulsed Field-Gel 

Electrophoresis, PFGE) was carried out. Furthermore, presence or absence of virulence 

factors and molecular characterization were analyzed by a comparative study with faecal 

isolates. 

 

 Results and conclusion 

 

- The study of the presence of previously selected virulence factors showed that the 

78% of the clinical isolates were grouped in six different profiles (patotypes), although 

there was a high heterogeneity. A common feature was the involvement of a high 

number of virulence factors (it was more marked in the clinical isolates). 

- 57,8% of the isolates were included in a main group constituted by five serogroups 

(O78, O88, O1, O20 y O2). The serogroup-patotype correlation was difficult to establish 

because of the high variability obtained. 

- Molecular characterization of the clinical isolates using PFGE revealed the existence of 

a high number of different restriction patterns, even in the same outbreak. Molecular 

characterization of faecal isolates showed a high genetic diversity. 

- All the clinical isolates were sensitive to colistin, the only antimicrobial allowed to be 

prescribed in lying hens against E. coli. 

 The main conclusion extracted from the results is the high diversity and 

heterogeneity of the strains responsible of clinical colibacillosis. Approximately 45% of 

the outbreaks were caused by a majority strain which represents more than the 50% of 

the isolates. Therefore, basing our conclusion on the results of this study we can affirm 

that avian colibacillosis outbreaks are caused by more than one strain. 

 

 



 

 



 

155 
 

BIBLIOGRAFÍA 



 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 



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	TESIS DOCTORAL
	AGRADECIMIENTOS
	íNDICE
	1. INTRODUCCIÓN
	1.1. IMPORTANCIA DE LA AVICULTURA DE PUESTA

	2. OBJETIVOS
	3. MATERIAL Y MÉTODOS
	3.1. PROTOCOLO DE AISLAMIENTO
	3.2. IDENTIFICACIÓN DE LOS AISLADOS
	3.3. DETECCIÓN DE FACTORES DE VIRULECIA
	3.4. CARACTERIZACIÓN MEDIANTE ELECTROFORESIS DECAMPO PULSADO (PFGE)
	3.5. DETERMINACIÓN DEL PERFIL DE RESISTENCIA AANTIMICROBIANOS
	3.6. ANÁLISIS INFORMÁTICO Y ESTADISTICO

	4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
	4.1. AISLAMIENTO E IDENTIFICACIÓN
	4.2. ANÁLISIS DE LA DETECCIÓN DE LOS FACTORES DEVIRULENCIA: PATOTIPOS
	4.3. DETERMINACIÓN DEL ANTÍGENO SOMÁTICO:SEROGRUPOS
	4.4. CARACTERIZACIÓN MEDIANTE ELECTROFORESIS DE CAMPOPULSADO (PFGE): PULSOTIPOS
	4.5. DETERMINACIÓN DEL PERFIL DE RESISTENCIA AANTIMICROBIANOS

	5. CONCLUSIONES
	6. RESUMEN
	7. SUMMARY
	8. BIBLIOGRAFÍA

	Índice de tablas
	Índice de figuras
	Índice de abreviaturas